Диссертация (Физиолого-биохимические особенности АТФазной активности крови и молока у продуктивных животных с различными типами обмена веществ в постнатальном онтогенезе), страница 8

Однако некоторые функции организмаобеспечиваются только энергозатратным переносом Са2+, например, сокращениемышечных волокон, где Са2+ выступает в роли вторичного мессенджера.Именно благодаря Са²+ -АТФазе, открытой в1962 году Гоффманом(Hoffman J.F.), внутри клетки поддерживается очень низкая концентрация ионовкальция (порядка 10-8 моль) по сравнению с внеклеточной средой, где она равнапримерно 3 ммоль (Петруняка В.В., 1990; Сторожок и соавт., 1997).Кальциевые насосы, состоящие из двух компонентов: фермента - Са²+ АТФазы и ионного кальциевого канала, присутствуют в плазматическихмембранах и с очень высокой плотностью в саркоплазматическом ретикулумемышечныхклеток,которыенакапливаютионыкальцияврезультатерасщепления молекул АТФ (Вишняков С.И., 1988).Молекулярные свойства Са2+ насосов плазмалеммы, которые удаляютионы Са2+ из цитоплазмы в межклеточное пространство, описаны в работеCarafoli E. (1992), однако достоверных данных о скорости вывода Са2+ ирегуляции Са2+ насосов в нервных клетках немного.Разработанный Tepikin A.

V., Kostyuk P. G., Snitsarev V. A. and Belan P. V.(1992) флуоресцентный микрокапельный метод, позволил одновременноизмерять [Ca2+]i и выход Са2+ наружу на одиночных клетках. Исследования,проведенные авторами с помощью данного метода на нейронах моллюска исекреторных клетках, показали, что активность Са2+ насоса плазмалеммыконтролируетсянепосредственно[Ca2+]i:увеличениеконцентрациицитоплазматического кальция активирует Са2+ насос.

В нейронах моллюска41около 40% ионов кальция, входящих в клетку в ответ на деполяризациюмембраны, выводится из нейрона уже во время фазы нарастания [Ca2+]i, отражая,таким образом, активацию кальциевого насоса плазмалеммы увеличениемконцентрации цитозольного Са2+ (Tepikin A. V., Kostyuk P. G., Snitsarev V. A.and Belan P.

V., 1992).Во многих эукариотических клетках, наряду с Са2+ насосом плазмалеммы,существуеткальциевыйнасоссарко(эндо)плазматическогоретикулума(SERCA). В настоящее время описано (Burk S. E., Lytton J., MacLennan D. H. andShull G. E., 1989) по крайней мере три различных изоформы SERCA-насосов вклетках млекопитающих. SERCA1-подтип сосредоточен исключительно вбыстрых скелетных мышцах, SERCA2-насосы широко распространены в другихтканях, значимость SERCA3-насосов менее ясна.По данным Bronner F.

(1990) белки SERCA2-насосов разделяются на дверазличные изоформы: SERCA 2а, характерные для кардиомиоцитов и гладкихмышц, и SERCA2 b, характерные для тканей мозга. Предполагается, что насосыSERCAразличнымиспособамирегулируютсяцитоплазматическойиинтралюминальной концентрациями Са2+: увеличение [Ca2+]i активирует захватионов кальция в ЭР, в то время как увеличение свободного кальция внутри ЭРингибирует насосы SERCA (Bronner F., 1990).Насосы SERCA эффективно и селективно блокируются тапсигаргином внаномолярных концентрациях (Lytton J., Westlin M.

and Hanley M. R., 1991) имикромолярнымиконцентрациямициклопиазоновойкислоты.Однако,тапсигаргин вызывает также блокаду потенциал - управляемых кальциевыхканаловплазмалеммы,какэтопоказанонаклеткахкорковогослоянадпочечников и на сенсорных нейронах (Shmigol et al., 1995), поэтому егоследует использовать с некоторой осторожностью.В покоящихся клетках миофибрилл концентрация Са2+ мала (ниже 10‑5М), тогда как в саркоплазматическом ретикулуме она существенно выше (10‑30М). Высокая концентрация в саркоплазматическом ретикулуме обеспечивается42Са2+-АТФазами и поддерживается с помощью специального кислого белкакалъсеквестрина (55 кДа). Потенциал действия, поступающий с концевойпластинки двигательного нейрона, деполяризует плазматическую мембранучерез поперечные трубочки Т-системы, которые представляют собой трубчатыевыпячивания клеточной мембраны и тесно контактируют с миофибриллами.

Врезультате потенциал-управляемый мембранный белок ("SR-foot") прилегающеймембраны СРz открывает Са2+-каналы для выброса Са2+ в пространство междуфиламентами актина и миозина до уровня >10‑5 М. Этот выброс и запускаетпроцесс сокращения миофибрилл (Барашков Г.К, 2011).По расчетам Броуна И.И. (1994) молекулы кальциевого насоса занимаюттреть поверхности мембран мышечной ткани; при гидролизе одной молекулыАТФ внутрь пузырьков саркоплазматического ретикулума транспортируется 2иона Са2+.

Как и у натриевого насоса, здесь активный центр связывается с АТФи двумя ионами кальция на мембране со стороны цитозоля, затем онповорачивается внутрь пузырька, выбрасывает Са2+ и АДФ, после чегопринимает исходное положение. Таким образом, мышечное сокращение — этомеханическая энергозатратная работа, обеспечиваемая гидролизом АТФ.Катализирует гидролиз АТФ сам миозин, причем в отсутствие Са2+ распад АТФи сокращение миофибрилл полностью исчезают (Владимиров Ю.А., 1998).Работа "кальциевого насоса", по данным Voitenko N., Kirischuk S., KulikA., Verkhratsky A. (1995), регулируется концентрацией двух внутриклеточныхнуклеотидов, действующих антогонистически:- циклический аденозинмонофосфат (цАМФ), который усиливает входкальция в саркоплазматический ретикулум из клетки, это приводит куменьшению образования комплекса актин+миозин ферментом кальмодулиноми расслаблению мышцы.- циклический гуанозинмонофосфат (цГМФ), который ослабляет входкальция в саркоплазматический ретикулум из клетки, это приводит кувеличению образования комплекса актин+миозин ферментом кальмодулином исокращению мышцы (бронхоспазм).43ВсеСа2+-АТФазы(ВладимировЮ.А.,1998)представляютсобоймономерные белки, то есть состоят из единственной полипептидной цепи, нонесколько различаются по молекулярной массе.

Ионный канал образованпротолипидной фракцией с молекулярной массой 120000 d, а фермент белковым макрокомпонентом с молекулярной массой 100000 d (Болдырев А.А.,1977).Graf Ernst, Verma Anil K., Gorski Jeffrey P. (1982) способом аффиннойхроматографии из теней эритроцитов человека выделили белок, обладающийАТФазной активностью, сопряженный с кальциевым насосом и имеющиймолекулярную массу 138000 d.Ряд ученых (Enyedi A.

et al., 1982; Pedemonto C.H. et al., 1981)предполагают, что истинным физиологическим субстратом для Ca2+-насосаэритроцитов является комплекс Mg-АТФ, а свободный Mg2+ в концентрации 1,0-2,0 мМ ингибирует активность этого фермента; в то же время, Pedemonto C.H.et al. (1981) отмечают, что необходимость участия свободного магния в переходеE1 –E2 и E2 – E1 конформационных состояний фермента.В опытах Cooper P. H. et al (1976) установлено, что добавление ионов Mg2+на фоне ионов Ca2+ не оказывало влияния на активность Ca2+-АТФазыплазматических мембран клеток молочной железы. Путем сравнения АТФазнойактивности в суспензии неразрушенных клеток и в гомогенате авторами сделанвывод, что активный центр Ca2+АТФазы локализован на внешней поверхностиплазматических мембран.Стимулирующеевоздействие на активность Са²+ -АТФазытенейэритроцитов оказывают, кроме Са²+, ионы Sr²+, Ba²+, Mn²+, Co²+, Cd²+, Cu²+, Zn²+ иPb²+ (Pereira C., Ferreira C., Carvalho C., 1996).Кометиани З.П.

(1988), Vormann J., Gunther T., Hollriegl V., Schumann K. (1995), DerielMarkR. et al. (1992) выявили, что Са²+ -АТФаза мембранэритроцитов ингибируется Д-глюкозой,Д-галактозой, Д-маннозой и Д-фруктозой, рутениевым красным, SH – реагентами, ванадатом, однако неингибируется олигомицином и уабаином.44Войнова Роза, Профиров Янко, Мирчева Дона (1994) установили, что наактивность Са²+ - насоса влияет качественный состав рациона, в частности, приувеличении содержания гороха в рационе с 20 до 30%.

В работе Мосягина В.В.(2011) отмечен более высокий уровень активности Са²+ - АТФазы эритроцитов вгруппе цыплят-бройлеров, получавших протеиновую кормовую добавку исукцинат натрия, по сравнению с контрольной группой, получавшей основнойкомбикорм (Мосягин В.В., 2011).Отмечено, что динитрофенол и тетрахлоррифторметилбензимидазол,угнетающиенакоплениеCa2+вмитохондрияхисаркоплазматическомретикулуме, не оказывают значительного влияния на действие транспортнойCa2+ - АТФазы в тенях эритроцитов, в то же времяаминазин идихлорфенолиндофенол в концентрациях 10-4 – 10-3 M, эффективно подавляюттранспорт Ca2+ в эритроцитах (Ташмухамедов Б.А.

и др., 1969).Введение крысам ацетилсалициловой кислоты в дозе 200 мг/кг согласноданным Omer B. et al. (1990) снижает активность Ca2+ - АТФазы мембран печенипо сравнению с контролем на 55,9%, в то время как активность Mg2+-АТФазы неизменяется.Помимо цитоплазматических мембран клеток Ca2+- зависимая АТФазаобнаруженаивядерных,ивмитохондриальныхоболочках.Так,исследованиями Рыжковой Г.Ф., Ревиной А.Б. (2010) показано, что активностьMg2+,Сa2+-АТФазы митохондриальной фракции головного мозга куриныхэмбрионов постепенно повышается, начиная с 12 суточного возраста.В результате работ, выполненных под руководством Рубцова А.М.

(2005),установлено, что переход в состояние зимней спячки сопровождаетсязначительным изменением белкового состава мембран ретикулума скелетныхмышц: в них уменьшается содержание Са-АТФазы и Са-каналов, а такжесодержание Са-связывающих белков, участвующих в регуляции этих Сатранспортирующих систем. Кроме того, изменяются активность и кинетическиепараметры работы Са-АТФазы. Обнаружено, что во время зимней спячки45увеличиваетсяуровеньфосфорилированиябелковсаркоплазматическогоретикулума протеинкиназами (Рубцов А.М.

и др., 2006).1.2.4 Структура, активность и биологическая роль HCO3--АТФазыКакправило,терминанионная(аниончувствительная)АТФазаупотребляется для обозначения АТФаз митохондрий, хлоропластов и мембранбактерий, известных в литературе как сопрягающие факторы, СРП и НР1 (НАТФазы) и аниончувствительных АТФаз плазматических мембран, ядерныхмембран и других мембранных структур. Многие свойства анионных АТФазперечисленных выше мембранных структур довольно близки, механизм влиянияанионов на эти АТФазы универсален.

Кроме этого, термин анионная АТФазаотражает характерное и достаточно специфическое свойство АТФаз чувствительность активности к анионам.Как показали исследования Иващенко А. Т. (1984) перечисленные вышеАТФазы функционируют в условиях наличия градиента рН и разностиэлектрического потенциала на мембране хлоропластов, митохондрий, лизосом,хромаффинных гранул и т.д. В работе установлено наличие анионных АТФаз вмембранах эритроцитов рыб, амфибий, рептилий, птиц, млекопитающих иплазматических мембранах клеток печени крысы, асцитной опухоли Эрлиха илимфомы Ж, а также в ядрах клеток печени, тимуса и миокарда (Иващенко А.

Т.,1984).По данным Болдырева А.А. (1985) существуют две АТФазные системы,чувствительные к анионам – растворимая митохондриальная F1 – АТФаза и Са²+- АТФаза наружних плазматических мембран. Сопрягающий фактор F1(растворимаямитохондриальнаяАТФаза)являетсяосновойАТФазногокомплекса митохондрий, осуществляющего протекание АТФазной и АТФсинтетазной реакций в системе окислительного фосфорилирования (Рэкер Э.,1979).46В клетке аниончувствительная активность в основном локализована вмитохондриях. Утеулин К.Р., Иващенко А.Т. (1982) предполагают, что анионнаяАТФаза митохондрий идентична АТФазе, участвующей в окислительномфосфорилировании. АТФаза, обнаруживаемая во фракции плазматическихмембран, отлична от митохондриальной по чувствительности к олигоглицину,кверцетину, ауровертину D.