1612729234-f204a36a1e721af405194e29352ad3c1 (827564), страница 10

Просмтор этого файла доступен только зарегистрированным пользователям. Но у нас супер быстрая регистрация: достаточно только электронной почты!

Текст из файла (страница 10)

– спектрометр Bruker DPX-250 NMR;

– автоматические регулируемые микропипетки на 20–200 и 100–1000 мкл;

– аналитические весы;

– стеклянная 5 мм ампула;

– α-D-глюкоза;

– дейтерированная вода D₂O.

Порядок выполнения работы

1. Установить температуру в датчике ЯМР спектрометра по указанию преподавателя. Следует учитывать, что после растворения α-D-глюкозы в воде равновесие между двумя формами достигается за 7 часов при комнатной температуре (28 °С) и за 1 час при 55 °С. Таким образом, целесообразно работать в диапазоне температур 45–60 °С, чтобы успеть выполнить работу за 1 занятие.

2. Поместить образец, в котором аномеры D-глюкозы находятся в равновесных концентрациях (1 М раствор D-глюкозы в D₂O) в датчик спектрометра, термостатировать несколько минут. После этого настроить однородность магнитного поля, записать спектр ¹H ЯМР, выполнить отнесение сигналов в спектре.

3. Приготовить в чистой стеклянной ампуле диаметром 5 мм образец для кинетических измерений: поместить в ампулу навеску α-D-глюкозы (108,3 мг, т. е. 0,6 ммоль), растворить в 600 мкл D₂O, считать данный момент началом реакции, начать отсчёт времени.

4. Быстро поместить образец в датчик, записывать спектры ¹H ЯМР с интервалом в 60 с (при температуре в датчике Т = 55 °С можно считать, что образец термостатируется за 5 минут).

5. После достижения образцом заданной температуры начать накопление данных командой kinetics6, указав задержку между записью спектров ¹H ЯМР (в секундах) и количество спектров. Поскольку скорость реакции постепенно уменьшается, целесообразно сначала задать небольшую задержку (записать 20 спектров ¹H ЯМР с интервалом 20–30 секунд при 55 ^оС), а затем увеличить её по мере необходимости (записать ещё 20–30 спектров ¹H ЯМР с интервалом 1–2 минуты), чтобы не накапливать большой массив лишних данных.

6. Определить интегральные интенсивности  и  сигналов С₁Н (α) и С₂Н (β) протонов, данные занести в табл. 2.2.

Таблица 2.2

Результаты измерений

t, c
1	2	3	4	5

Обработка экспериментальных данных

Построить кинетические кривые для α- и β-D-глюкозы в координатах

Аппроксимировать полученные экспериментальные данные функциями соответствующими уравнениям (2.49).

Определить константы скорости прямой (k₁) и обратной (k_–1) реакции, руководствуясь приложением 1.

Для того чтобы учесть неопределённость времени начала реакции, уравнения (2.49) целесообразно немного модифицировать, заменив t на (t + t₀).

(2.50)

Отчёт о работе должен содержать:

• дату выполнения работы;

• значения констант скорости k₁ и k_–1 (см. приложение 2.2);

• значение константы равновесия реакции аномеризации глюкозы;

• один или несколько записанных спектров ЯМР;

• таблицу с полученными данными (табл. 2.2);

• кинетические кривые в координатах

Контрольные вопросы

1. Понятие о ядерном магнитном резонансе.

2. Блок-схема спектрометра ЯМР.

3. Химический сдвиг и его измерение.

4. Спин-спиновые взаимодействия.

5. Методика записи и расшифровка спектров ¹Н ЯМР.

6. Чем определяется скорость, с которой можно накапливать спады свободной индукции.

7. Чем определяется ширина линии в спектрах ¹Н ЯМР.

8. Почему для записи прецизионных спектров ЯМР высокого разрешения необходимо удалять кислород из исследуемого раствора.

9. Почему ширины линий в спектрах ЯМР твёрдого тела на порядки шире, чем ширины линий в растворе.

10. Вывод уравнений кинетических кривых (2.47).

Библиографический список

1. Резников В. А., Штейнгарц В. Д. Избранные главы из курса «Органическая химия». Углеводы. Новосибирск: НГУ, 2002, 24 с.

2. Maple S. R., Allerhand A. Detailed Tautomeric Equilibrium of Aqueous D-Glucose. Observation of Six Tautomers by Ultrahigh Resolution Carbon-13 NMR // J. Am. Chem. Soc. 1987. Vol. 109. P. 3168–3169.

3. Lewis B. E., Schramm V. L. Conformational Equilibrium Isotope Effects in Glucose by ¹³C NMR Spectroscopy and Computational Studies // J. Am. Chem. Soc. 2001. Vol. 123. P. 1327–1336.

4. Dona A. C., Pages G., Kuchel P. W. Kinetics of starch hydrolysis and glucose mutarotation studied by NMR chemical exchange saturation transfer (CEST) // Carbohydrate Polymers. 2011. Vol. 86. P. 1525–1532.

5. Dona A. C., Pages G., Gilbert R. G., Gaborieau M., Kuchel P. W. Kinetics of In Vitro Digestion of Starches Monitored by Time-Resolved ¹H Nuclear Magnetic Resonance // Biomacromolecules. 2009. Vol. 10. P. 638–644.

6. Le Barc’H N., Grossel J. M., Looten P., Mathlouthi M. Kinetic study of the mutarotation of D-glucose in concentrated aqueous solution by gas-liquid chromatography // Food Chemistry. 2001. Vol. 74. P. 119–124.

7. Libnau F. O., Christy A. A., Kvalheim O. M. Resolution of infrared spectra and kinetic analysis of mutarotation of D-glucose in water by sequential rank analysis // Vibrational Spectroscopy. 1994. Vol. 7. P. 139–148.

8. Murdock M., Holman R. W., Slade T., Clark S. L. D., Rodnick K. J. An Introductory Organic Chemistry Review Homework Exercise: Deriving Potential Mechanisms for Glucose Ring Opening in Mutarotation // J. Chem. Educ. 2014. Vol. 91. P. 2146–2147.

9. Ryu K.-S., Kim C., Park C., Choi B.-S. NMR Analysis of Enzyme-Catalyzed and Free-Equilibrium Mutarotation Kinetics of Monosaccharides // J. Am. Chem. Soc. 2004. Vol. 126. P. 9180–9181.

Приложение 2.2

Работа с программой Origin при обработке данных работы Я-8

Откройте редактор Origin⁴. На экране появится заготовка таблицы для записи данных (Worksheet). Добавьте в таблицу ещё одну колонку (Column > Add New Columns…).

Скопируйте в колонки A(X), B(Y), C(Y) данные из колонок 1, 4 и 5 табл. 2.2.

Альтернативной возможностью переноса данных является их импортирование. Для этого щёлкните по кнопке File, выберите последовательно Import > ASCII, найдите в появившемся меню свой файл данных и откройте его. Если в первых строках таблицы данных содержится текст, то их лучше удалить до импорта данных.

Выделите колонки A(X) и B(Y). Щёлкните по кнопке Plot и выберите Scatter. Чтобы изменить названия осей на появившемся графике (Graph1), сделайте двойной клик на надписи X(Y) axis title.

В открывшемся окне наберите новое название выбранной оси в верхнем из двух полей, в котором имеется подсказка X(Y) axis title, выделенная синим цветом. В нижнем окне будет отображаться текст, который появится на графике.

Аналогичным образом, используя колонки A(X) и С(Y), постройте график 2.

Аппроксимация данных избранной функцией

Для аппроксимации данных на графике Graph 1 нужна функция . Однако, для применения этой функции в процедуре Non-linear Curve Fit программы Origin в ней необходимо использовать другие обозначения.

Щёлкните по кнопке Analysis, выберите Non-linear Curve Fit и More. Выберите функцию

или создайте её. При создании функции выберите Basic Mode > New, задайте имя функции, задайте число параметров (3).

В окне Form выберите Y-Script, поставьте галочку на (User Defined Param. Names).

В поле Definition введите имена параметров: k1, k2, x0. В поле Example введите:

нажмите Save, Accept.

Запустите процесс Start fitting. Выберите Active Dataset. Задайте разумные стартовые значения параметров k1, k2 и x0 в открывшейся таблице. Нажмите кнопки 1 Iter или 10 Iter. Повторите это несколько раз, пока значения найденных параметров k1, k2 и x0 не перестанут меняться, затем нажмите Done!

Вернитесь в окно, где находится график. Для этого выберите в меню в верхней части экрана Window и Graph1. На графике появится таблица, в которой будут указаны найденные параметры. Если таблица не появилась – скопируйте найденные значения параметров в окне Results и перенесите их на график. Сохраните свой Project.

3. Теория активированного комплекса. Термо-динамическая формулировка

3.1. Уравнение Бренстеда – Бьеррума. Солевой эффект

Основное уравнение теории активированного комплекса в его термодинамической формулировке записывается как

(3.1)

где k – константа скорости, k_B – постоянная Больцмана, C₀ – стандартная концентрация (1 М), n – молекулярность реакции, – стандартный потенциал Гиббса активации реакции.

Учёт неспецифической сольватации ионов в растворах электролитов, в том числе учёт влияния ионной силы, приводит к дополнительным вкладам в потенциал Гиббса реагирующих заряженных частиц, которые выражаются через их коэффициенты активности _i:

(3.2)

В результате в выражении для константы скорости бимолекулярной реакции появляется дополнительный сомножитель:

(3.3)

где k₀ – константа скорости реакции в среде, для которой коэффициенты активности исходных частиц и активированного комплекса равны единице.

Соотношение (3.3), известное как уравнение Бренстеда –Бьеррума, сводит задачу учёта влияния среды к определению коэффициентов активности исходных веществ и активированного комплекса. В случае растворов электролитов учитываемыми характеристиками среды являются её диэлектрическая проницаемость и ионная сила. Влияние ионной силы раствора на константу скорости реакции носит название первичного солевого эффекта [1].

В разбавленных растворах зависимость коэффициента активности иона от ионной силы описывается предельным законом Дебая – Хюккеля:

(3.4)

где Z_i – заряд иона, для которого рассчитывается коэффициент активности, I – ионная сила раствора (моль/л), A – коэффициент, зависящий от свойств растворителя и приблизительно равный 0,509 М^–1/2 для воды при 25 С. Суммирование по j ведётся по произведениям концентраций на квадраты зарядов всех ионов, присутствующих в растворе.

Применение уравнений (3.3) и (3.4) для случая взаимодействия в растворе двух ионов с учётом того, что заряд активированного комплекса принимается равным Z₁ + Z₂, приводит к выражению

(3.5)

Следует отметить, что уравнение (3.4) хорошо описывает зависимость коэффициентов активности ионов от ионной силы в достаточно разбавленных растворах, в которых I < 0,05 моль/л. Это так называемое первое приближение теории Дебая – Хюккеля.

Второе приближение теории выполняется в более широком диапазоне значений ионной силы:

Характеристики

Список файлов лабораторной работы