Диссертация (1173229), страница 12
Текст из файла (страница 12)
Оценивали зубные отложения, проводили определение их количества.С целью объективизации пародонтологическое обследование проводили с использованием компьютерной диагностической системы «Floridaprobe» (рисунок 1), которая позволяет объективизировать оценку глубиныпародонтальных карманов в 6 точках в области каждого зуба в полуавтоматическом режиме и сразу получать данные о ряде показателей, характеризующих клиническое состояние тканей пародонта: зубного налета и кровоточивости десны, подвижности зубов, экссудации из пародонтальных карманов, рецессии десны, поражении фуркаций корней зубов.Рисунок 1 – Компьютерная диагностическая система «Florida probe», котораябыла использована в исследованияхРассчитывали среднее значение глубины пародонтальных карманов уконкретного больного, как сумму измеренных в области каждого зуба глубиндесневой борозды / пародонтальных карманов, разделенную на число оцененных зубов.
Учитывали наибольшее значение из шести точек оценки глубины борозды или кармана в области каждого зуба.Рентгенологические методы исследования челюстно-лицевой областипроводили каждому пациенту. К обязательным исследованиям относиласьортопантомограмма для уточнения диагноза. По показаниям проводили компьютерную томографию челюстно-лицевой области. В ряде случаев использовали внутриротовую рентгенографию зубов.602.3.2 Клинико-лабораторные методы исследованияЭкскреторную функцию слюнных желез оценивали с помощью сиалометрии – по базовой (нестимулированной) скорости саливации (ГалкинаО.П., 2018).
Забор нестимулированной РЖ проводили в специальные градуированные пробирки на протяжении 10 минут, в течение которых пациент путем сплевывания собирал слюну. Это исследование проводили согласно рекомендациям Комиссии по стоматологическому здоровью, исследованиям иэпидемиологии (CORE) Международной федерации стоматологов (FDI,1991). До начала исследования исключали чистку зубов, прием еды и жидкостей. Скорость слюноотделения определяли по формуле:СС=количестворотовойжидкости(мл)/10мин(2.1)Результаты сиалометрии в диапазоне 0,31 – 0,6 мл/мин расценивали какнормальное слюноотделение (Вавилова Т.П.
с соавт., 2014).Вязкость слюны определяли с помощью микропипетки объемом 1 млпо методу Рединовой-Поздеева (1994) по формуле:ВС = Вв × Vв / Vс(2.2)где: Вв – вязкость воды (1,0 отн. ед.),Vв – объем истекшей воды за 5 с (0,92 мл),Vв – объем истекшей слюны за 5 с (мл).Полученные результаты в диапазоне 1,5 – 4,0 отн. ед. трактовали какнорму. Показатель выше 6,0 отн. ед. трактовали как неблагоприятный (повышенная вязкость).Водородный показатель РЖ оценивали с помощью микропроцессорного рН-метра «Orion 710A+» (США) со стандартным стеклянным измеритель-61ным электродом (рисунок 2) после сбора порции РЖ пациентом при определении скорости саливации в градуированную пробирку (см. выше).Рисунок 2 – рН-метр «Orion 710A+» (США) со стекляннымизмерительным электродом, использованный в исследованиях2.3.3 Лабораторные методы исследованияУровень неоптерина в РЖ и сыворотке венозной крови проводили методом твердофазного иммуноферментного анализа с помощью набора реактивов «Neopterin ELISA» фирмы «IBL» (Германия).
Такой тест-набор предназначен для реализации определения методом конкурентного иммуноферментного анализа. Антиген, конъюгированный с пероксидазой, и неконъюгированный конкурируют между собой за некоторое число мест связыванияпри взаимодействии с антителами кролика к человеческому неоптерину.
Образующийся при этом комплекс «пероксидаза – конъюгированный антиген –антитело» оседает на поверхности лунок стрипа для микротитрования, покрытых антителами козы к антителам кролика. Антиген, который не связался, удаляется из лунок во время промывания. В дальнейшем в лунках измеряли поглощение света при 450 нм после проведения ферментативной реакциисо специфическим субстратом. Оптическая плотность и число комплексов,связавшихся с поверхностью микролунок, обратно пропорциональны кон-62центрации неоптерина в исследуемом образце.
Для количественного определения неоптерина строили кривую, и по ней путем сравнения ферментативной активности в исследуемом образце с таковой, но полученной при анализестандартов с известными концентрациями, определяли количество неоптерина в образце.Пробы РЖ получали у обследуемых натощак в утренние часы.
Вместе сэтим, забирали венозную кровь, которую сразу же помещали в пробирки дляцентрифугирования и центрифугировали со скоростью 3000 об/мин. ОбразцыРЖ и плазмы крови помещали в холодильник при 2 – 8 С0 и в этот же деньтранспортировали в лабораторию.Концентрацию в РЖ эластазы нейтрофилов изучали методом иммуноферментного анализа (ИФА) с применением тест-системы «Human PMNElastase Platinum ELISA», производства Bender MedSystems GmbH, Австрия(рисунок 3).Рисунок 3 – Набор реактивовРисунок 4 – Набор реактивов«Human PMN Elastase Platinum ELISA» «Thiol status / Sulfhydryl status assay»Тиоловый статус сыворотки крови и РЖ определяли фотометрическимс применением тест-системы «Thiol status / Sulfhydryl status assay», производства «Immundiagnostik AG», Германия (рисунок 4).НСТ-тест оценивает способность нейтрофилов к активации и заключается в выявлении темно-синих гранул диформазана цитохимическим методом, Эти гранулы образуются в цитоплазме нейтрофилов под влиянием вос-63становления нитросинего тетразолия (НСТ) желтого цвета в результате активации кислородзависимой биоцидности фагоцитов.При этом, спонтанный (базальный) НСТ-тест характеризует степеньактивации кислородзависимых механизмов фагоцитов под влиянием внутренних причин, например, проникшей в организм инфекции.А индуцированный или стимулированный НСТ-тест говорит о потенциальной способности нейтрофилов к активации под влиянием внешних факторов, как, например, бактерий Staphylococcus aureus и продуктов их жизнедеятельности.Концентрацию лизоцима в РЖ изучали путем оценки мутности суспензиибактерий Micrococcus lysodeikticus.
Метод основан на способности ферментарасщеплять полисахариды клеточной стенки бактерий.Концентрацию гамма-интерферона в сыворотке крови и РЖ определялиИФА-методом с применением тест-системы «гамма-Интерферон-ИФА-БЕСТ»,производства ЗАО «ВЕКТОР-БЕСТ», Россия (рисунок 5).Рисунок 5 – Набор реактивовРисунок 6 – Набор реактивов«гамма-Интерферон-ИФА-БЕСТ»«гамма-Интерлейкин-4-ИФА-БЕСТ»Концентрацию интерлейкина-4 в сыворотке крови и РЖ определялиметодом ИФА с использованием тест-системы «гамма-интерлейкин-4-ИФАБЕСТ» (ЗАО «ВЕКТОР-БЕСТ», Россия, рисунок 6).Для изучения механизмов регуляции метаболизма костной ткани у всехпациентов определяли уровни RANKL и OPG, являющихся главными факторами дифференцировки остеокластов и факторов локальной регуляции дест-64рукции твердых тканей зубов и костной ткани челюстей (Березин А.Е., 2013;Герштейн Е.С. с соавт., 2015; Романова Ю.Г.
с соавт., 2015; Wasilewska A. etal., 2010; Tang K.S., 2012). Количественное определение концентрации OPG всыворотке венозной крови проводили методом твердофазного ИФА. применяли тест-систему «Human Osteoprotegerin Instant ELISA» («eBioscience», Австрия). Результаты выражали в пг/мл. В сыворотке крови количественное содержание RANKL оценивали при помощи тест-ситсемы «ampli-sRANKL»(«Biomedica», Германия). Результаты выражали в пмоль/л. Для проведениясравнительного анализа данные переводили согласно инструкции в единуюсистему измерения с OPG в следующем соотношении: 1 пг/мл = 0,05 пмоль/л.2.4 Методы статистического планирования и обработки результатовисследованийОбъем необходимой выборки в каждой подгруппе обследованныхобосновывали с помощью известного метода статистического планированияисследований. При этом принимали во внимание погрешности методов клинического, клинико-лабораторного и лабораторного исследований, а также –аналитическую вариабельность получаемых показателей при пороговомуровне статистической значимости 5% и мощности 80%.Проверку нормальности распределения полученных показателей и нулевой гипотезы проводили с определение ошибок 1 и 2 рода.
Расчет выборкипроводили по формуле 2.3(2.3)где: Sxo и Sxk – стандартные отклонения сравниваемых показателей в опытнойгруппе и группе сравнения;Δ – требуемая величина различий между средними значениями показателейсравниваемых групп;65Zα и Zβ – критические значения нормального распределения, соответствующие заданным уровням ошибок 1 и 2 рода, которые определяются по таблицам.Статистическую цифровую обработку результатов полученных исследований проводили с помощью компьютера и стандартного пакета программного обеспечения Statistica 8.0, с использованием стандартных методиквариационной статистики (Зайцев В.М. с соавт., 2003).При выявлении нормального распределения показателей в выборкахсравнение проводили с помощью t–критерия (Стьюдента) и F–критерия(Фишера).t–критерий Стьюдента – применяется при реализации методов статистической проверки гипотез, основанных на распределении Стьюдента.
Наиболее часто этот критерий применяется при проверке равенства средних значений в двух выборках.F–критерий Фишера – статистический критерий, его тестовая статистика при выполнении нулевой гипотезы имеет распределение Фишера (F–распределение).В случаях отсутствия нормальности распределения показателей внутривыборок использовали непараметрический критерий Манна-Уитни. Uкритерий Манна-Уитни – это статистический критерий, который используется для оценки различий между двумя независимыми выборками по уровнюпризнака, измеренного количественно. Он позволяет выявлять различия взначении параметра между малыми выборками.При анализе внутренних взаимосвязей пары количественных порядковых или качественных признаков применяли корреляционный анализ поСпирману, а также использовали методы статистической оценки согласия спомощью критерия 2.За уровень статистической значимости принимали 95% (р<0,05).66Исследование полностью соответствовало этическим нормам биоэтического комитета, разработанным согласно Хельсинкской декларации Всемирной ассоциации «Этические принципы проведения научных медицинскихисследований с участием человека» с поправками 2000 г.
![](https://s.studizba.com/z.php?f=/templates/si/i/noavatar.png&w=100&h=100&t=1"){kind=avatar}
