И.П. Ермаков - Физиология растений (1134204), страница 103
Текст из файла (страница 103)
6.60). Виолаксантин (неактивная форма) и зеаксантин (активная форма) — основные составляющие ксантинового цикла. Соотношение их концентраций зависит от рН в люмене тилакоида, величина которого модулируется работой ЭТЦ, потреблением АТФ и НАДФН, фиксацией СОь Начинающийся на свету процесс фотосинтеза, включающий световые и темновые реакции, имеет следствием снижение рН в тилакоиде и снижение концентрации СОт в строме. Низкий рН способствует сдвигу реакции в сторону образования рецептора синего света зеаксантина. Возможно, такая многоступенчатая связь и лежит в основе механизма открывания устьица под действием низкой концентрации СОь Уровень ответа на синий свет зависит от концентрации ЗеКс и числа поглощенных квантов синего света.
Возбуждение ЗеКс является сигналом, который по неизвеспюму пока пути с участием вторичных мессенджеров передается в цитоплазму, где в результате активируется протеинкиназа «Сер-Тре»-типа. Активированная протеинкиназа фосфорилирует Н'-АТФазу плазмалеммы (см. рис. 6.14, 1). К автоингибиторному участку С-конца неактивной Н'-АТФазы присоединяются фосфатная группа и 14-3-3 — белок. Н'-АТФаза становится активной и, выкачивая протоны, гиперполяризует плазмалемму.
Поступление калия идет через селективный потенциалзависимый входной канал (УРК;„- кан), который активируется при гиперполяризации мембраны (см. рис. 6.60). Такой канал идентифицирован у арабидопсиса (КАТ1) и картофеля (КЯТ1— К'Яо(апит гибегозит ггапзроггег). Оба канала высокоселективны, сходны по своей активности в замыкающих клетках и электрофизиологическим характеристикам и относятся к большому семейству К'-каналов Япа)сег-типа (см. рис.
6Л8). Кроме механизма сопряжения работы Н'-АТФазы с активаций входного К'-канала через гиперполяризацию может действовать другой механизм регуляции, связанный с подкислепием среды в апопласте за счет выкачивания Н'. В исследованиях на замыкающих клетках устьица (протопласты и снятый с листа эпидермис) показано, что снижение рН активирует входные К -каналы плазмалеммы. Подкисление цитозоля в ответ на действие ИУК также активирует поступление К" в замыкающие клетки. Таким образом, сенсор входного К -канала (положительно заряженные гистидиновые остатки четвертого сегмента белка канала — см.
рис. 6.18) реагирует на изменение апопластного и цитозольного рН. Вход СГ может идти через хлорный канал (С1;«-кан), но вероятнее осуществляется через механизм Н'/С1 -симпорта (см. рис. 6.60). Параллельно с поступлением в цитозоль ионы транспортируются в вакуоль. На тонопласте имеются неспецифичный анионный канал, пропускающий СГ, малат и МОз (см.
рис. 6.15), и несколько катионных каналов, которые в большей или меньшей степени специфичны к иону К'. Они олновременно пропускают Ма', Са ", М8 ' и др. ионы и могут работать в режиме как «1п», так и «оцг». О регуляции транспорта ионов в вакуоль при открывании устьиц пока известно мало. Можно предполагать, что эти каналы осуществляют поступление ионов из цитоплазмы в вакуоль в соответствии со своими электрофизиологическими характеристиками, степенью специфичности и потенциалом на мембране и становятся объектом регуляции только при закрывании устьиц.
Поступление воды, по крайней мере в вакуоль, происходит через аквапорины (см. гл. 5). 403 6.3.6.2. Закрывание устьиц И Фз И, '~~О„м-кап= И МВ Са+, Ваггуоль ) К»»г ПВС~ -к П7ВК -~' БВК + — г(клгиаиуоаал ТП + — — 1 Бсокгаямалие + К;„-кан ПМ Рис. 6.61. Модель закрывания устьица в ответ на абсцизовую кислоту (АБК). Предполагаемая последовательность событий: 1 — рецепция АБК на вне- и/или внутриклеточном рецепторе; 2 — поступление Са из апопласта и увеличение [Са '1; 3 — активация Са '- г+ г гг анг каналов эндогенных мембран, дополнительное увеличение [Са 1 и копирование сигнала; 4а— открывание Са"-зависимого СГ-канала ПМ; 44 — ингибированис ПМН'-АТФазы; 4« — увеличение рН цитозоля: 4г — активация вакуолярной Н -АТФазы; 5 — инактивация ггПК;„-канала ПМ; 6 — деполяризация ПМ и открывание К',-канала; 7 — открывание вакуолярных ВК'- н БВК'-канаггов; 8 — открывание СГ-канала ТП.
г ПМ вЂ” плазмалемма; ТП вЂ” тонопласт; ЭР— эндоплазматический ретикулум; МВ Са ', К медленный вакуолярный неспсцифичный канал; ВК', БВК вЂ” вакуолярный и быстрый вакуолярный калиевые каналы; ИФг — ннозитол-1,4,5-трифосфат; а) — рецептор АБК; ( — — — )— гиперполяризация; (+++) — деполяризация Закрывание устьиц индуцируется понижением 'Р„,о, возрастанием концентрации АБК„увеличением концентрации СОз в клетке и деполяризацией плазмалеммы (см.
рис. 6.59). Механизм закрывания устьица разработан главным образом при изучении его ответа на АБК. Совокупность «участников» и последовательность событий, которые включены в процесс закрывания устьиц, являются сложным комплексом, состоящим из двух систем: той, которая обеспечивает собственно выход из клеток К', С1 и НзО, и той, которая регулирует этот выход. При закрывании устьица основная роль в передаче сигнала и регуляции активности К"„„- и С!,ы-каналов принадлежит Са, однако протон также включен в регуляцию ионных потоков как независимый вторичный мессенджер.
Управление через обе сигнальные системы, где мессенджерами служат Са ' и Н', скоординировано между собой и с регуляцией каналов посредством фосфорилирования-дефосфорилирования. События на плазмалемме, тонопласте и в цитоплазме могут слеловать друг за другом (рис. 6.61, 1 — 8) или совпадать по времени, но общая продолжительность закрывания устьица составляет около 30 мин.
АБК (вне- или внутриклеточная — не установлено) связывается с неидентифицированным рецептором плазмалеммы и/или внутренних мембран (1) и индуцирует увеличение концентрации Са в цитозоле, открывая механочувг+ ствительный Са -канал, который активируется при гиперполяризации плаз- малеммы ПМ (2).
Связывание АБК приводит также к активации О-белков и образованию инозитол-1,4,5-трифосфата (ИФз), который активирует ИФзСа '- каналы тонопласта и мембран эндоплазматического ретикулума (3). Но, вероятно, более значительная часть кальция вакуоли поступает через канал, ре|улируемый цАДФРиб, который также активируется АБК (3). Это вызывает дополнительное увеличение концентрации Са ' в цитозоле (возможно возрастание до 1 мкМ) и появление осцилляций (см.
рис. 6.55, 4). Возможен выход Са " через медленный вакуолярный канал (МВСа ', К -канал), открывающийся при деполяризации тонопласта ТП и активируемый Са '-КаМ (3) (см. подразд. 4.3.2). Этот неспецифичный канал пропускает также калий. 2 2»- Высокая концентрация Са в цитоплазме активирует открывание Са -зависимых медленных хлорных каналов плазмалеммы (С!,ы-канал) (4а), которые регулируются через фосфорилирование-дефосфорилирование, и ингибирует Н'-АТФазы плазмалеммы (4б). Параллельно, но независимо увеличивается рН цитозоля (4в) (от величины покоя рН 7,3 до рН 7,5 — 7,7), чему способствует активация вакуолярной Н'-АТФазы (4г).
Еще одно следствие увеличения 1Са ']«„, и возрастания рН цитозоля — инактивация входного калиевого канала плазмалеммы («ОК';„-кан) (5). Это не оказывает существенного влияния на закрывание устьица, но, вилимо, ускоряет процесс. Подщелачивание цитоплазмы и активация С1;„-канала плазмалеммы деполяризуют мембрану, результатом чего является активация К,„,-канала ПМ (б), причем выход К' поддерживается в течение продолжительного времени.
Основная часть К" и СГ, которые «покидают» замыкающие клетки, — это ионы вакуолярного компартмента, которые транспортируются через цитоплазму к выходным каналам плазмалеммы. Очевидно, основной поток К', иццуцируемый АБК, осуществляется через Са '-активируемый потенциалзависимый вакущгярный К'-канал тонопласта ВК' (7). Быстрый К'-канал БВК' вносит меныпий вклад в выход калия из вакуоли (7). Выход хлора через анионный канал тонопласта (С!„„,-кан) (8) регулируется Са "-зависимой протеинкиназой. Высвобождение К и С! из вакуоли, а затем выход из замыкающей клетки изменяет ЛЧ'н,о в системе протопласт — апопласт и приводит к потере волы, падению тургорного давления в замыкающих клетках и закрыванию устьица.
Другие стимулы, такие, как СОз и окислительный стресс, также быстро , 2+ индуцируют увеличение концентрации Са в цитозоле замыкающих клеток и, видимо, механизм, обеспечивающий закрывание отдельного устьица, будет похожим. До недавнего времени считали, что все устьица одного листа ведут себя одинаково в одних условиях: все открываются утром или закрываются при водном дефиците. Но оказалось, что в интактном листе устьица часто демонстрируют поразительную пространственную и временную гетерогенность состояния открытости — закрытости. Это явление, названное «пятнистостью устьичной проводимости», заключается в том, что неболыцие «пятна» (участки поверхности листа) устьиц реагируют на стимул не так, как устьица на соседнем участке.
Во времени те устьица, которые были закрыты„открываются и наоборот, но предсказать их поведение невозможно. Такое кооперативное поведение пока не нащло удовлетворительного объяснения. Возможно, в его основе лежит механизм гидролитических взаимолействий, связанный с распределением в зпидермальных клетках воды, поступающей в лист по сосудам.
405 6.3.?. ХЛОР Хлор относили сначала к полезным элементам, но в настоящее время его относят к микроэлементам. Из поглощаемых минеральных анионов только С1 не ассимилируется и остается в клетках и тканях в ионной форме. В цитозоле концентрация СГ (-3 — 10 мМ) превышает концентрацию нитрата (-1 — 5 мМ) и органического аниона — малата (-1 — 5 мМ), В вакуоли„наоборот, концентрация 14ОЗ (1Π— 80 мМ) и малага (5 — 100 мМ) значительно выше, чем СГ (7 — 40 мМ). В клетках при регуляции тургора концентрация хлора в вакуоли может достигать 50 — 150 мМ. На плазмалемме и тонопласте имеются входные и выходные С1 -каналы, и этот анион очень подвижен (см.
![](https://s.studizba.com/z.php?f=/templates/si/i/noavatar.png&w=100&h=100&t=1"){kind=avatar}
