Диссертация (Взаимодействие молекулы ДНК с синтетическими аналогами антибиотиков и алкалоидов различной структуры), страница 2

III Международная конференция «Современные проблемы молекулярнойбиофизики» (Санкт-Петербург, 2011)2. 55 Всероссийская научная конференция МФТИ (Москва, 2012)63. IV съезд биофизиков России (Нижний Новгород, 2012)4. XIX international conference of chemical thermodynamics in Russia(Москва, 2013)5. РоссийскаямолодежнаяконференцияпофизикеиастрономииФизикаСПб 2013 (Санкт-Петербург, 2013)6.

XVIIСимпозиумпомежмолекулярномувзаимодействиюиконформациям молекул (Владимир, 2014)7. Международная молодежная конференция по физике и астрономииФизикаСПб 2014 (Санкт-Петербург, 2014)8. XX International Conference on Chemical Thermodynamics in Russia RCCT2015 (Нижний Новгород, 2015)9. Международная молодежная конференция по физике и астрономииФизикаСПб 2015 (Санкт-Петербург, 2015)10. V Съезд биофизиков России ( Ростов-на-Дону, 2015)По теме диссертации опубликовано 13 работ, в том числе 3 статьи: 2 виндексируемых в международных библиографических базах данных Web ofScience и Scopus, 1 в рекомендованном ВАК научном журнале:1.

Osinnikova D. N., Moroshkina E. B. Formation of intermolecular crosslinksby the actinocin derivatives with DNA in interaction under conditions ofsemidilute solution //Journal of Physics: Conference Series. – IOP Publishing,2014. – Т. 572. – №. 1. – С. 012013.2. Osinnikova D. N., Moroshkina E. B., Glushkina D. M. Thermodynamics ofinteraction and structure of DNA complexes with phenacylimidazo [5, 1-a]isoquinoline derivatives //Journal of Physics: Conference Series. – IOPPublishing, 2015.

– Т. 661. – №. 1. – С. 012020.3. Морошкина Е. Б., Осинникова Д. Н., Травкина В. И. Термодинамикавзаимодействия и структура комплексов молекулы ДНК с производнымиизохинолина, содержащими индольный заместитель// Вестник СПбГУ. –2015 – Сер. 4. – Т. 2(60). – Вып. 4. – С. 342-351.7Положения, выносимые на защиту:o Алкалоидыизохинолиновогоряда:пирроло-изохинолиныииндольные производные изохинолина, образуют с молекулой ДНКравновесные обратимые комплексы. Исследованныевработепирроло-изохинолинывзаимодействуют с ДНК способом частичной интеркаляции. Способ связывания индольных производных изохинолина сДНК: интеркаляция в двойную спираль или связывание вбороздке, зависит от наличия и положения на хромофорегидрофобного заместителя.o Способность производных бензоимидазофталазина образовывать смолекулой ДНК обратимые равновесные комплексы, а также ихструктура зависит от природы заместителя вдоль длинной осихромофора и наличия громоздкого гидрофобного заместителя вдолькороткой оси хромофора. Интеркаляции бензоимидафталозинового хромофора в двойнуюспираль ДНК препятствует наличие громоздкого заместителявдоль его короткой оси. Пиперазиновыепроизводныебензоимидафталозинасвязываются с молекулой ДНК по одной из бороздок,увеличивая ее термодинамическую жесткость.o Производныеактиноцина,содержащиевамидныхгруппахпротонированные диэтиламино-группировки, при приготовлениирастворов комплексов в условиях перекрывании макромолекулярныхклубков образуют межмолекулярные сшивки ДНК.8 1.

Взаимодействие молекулы ДНК с низкомолекулярнымисоединениями1.1. Различные способы связывания низкомолекулярныхбиологически активных соединений с двойной спиралью ДНК1.1.1. Интеркаляционное связываниеВ 1961 году Лерман, основываясь на гидродинамических и спектральныхисследованиях взаимодействия акридиновых красителей с ДНК предположил, чтоплоские гетероциклические соединения способны связываться с ДНК путемвстраивания между парами азотистых оснований макромолекулы (рис.1.1).Образовавшийсякомплексстабилизируетсянековалентнымивзаимодействиями [9].Рис.1.1. Интеркаляционная модель [9].Подобноесвязываниеполучилоназваниеинтеркаляции.Согласноинтеркаляционной модели Лермана (классическая интеркаляция) плоскостьгетероциклического хромофора лиганда располагается перпендикулярно осидвойной спирали ДНК.

При этом происходит увеличение расстояния междусоседними парами азотистых оснований на величину, равную ван-дер-ваальсовойтолщине гетероциклического хромофора, что составляет ~ 0.34 нм, т. е.расстояние между этими парами оснований удваивается. Следствием этогоявляется увеличение контурной длины молекулы ДНК:Lr = L0(l+r),(1.1)где L0 – контурная длина свободной молекулы ДНК, Lr – контурная длинакомплексаДНК-лиганд,r–количествоприходящееся на пару азотистых оснований.молекулсвязанноголиганда,9Согласно этой модели, образование интеркаляционного комплекса должносопровождаться определенными изменениями в гидродинамических, оптическихи спектральных свойствах макромолекулы, которые были в дальнейшемобнаружены при ее взаимодействии с целым рядом гетероциклическихсоединений, составивших группу классических интеркаляторов.Как правило, такие соединения имеют плоский гетероциклическийхромофор, состоящий из трех сопряженных шестичленных колец.

Кроме того,часто встречается положительный заряд, сосредоточенный либо на самомхромофоре, либо на боковых группах заместителей.К ним относятся ужеупомянутые акридиновые красители: профлавин, акрифлавин акридиновыйоранжевый, фенантридиновые красители: этидиум бромид, пропидиум иодид,феноксазины, фенотиазины и др. (рис.1.2).Рис.1.2. Классические интеркаляторы: этидиум бромид (a), пропидиумиодид (б), феноксазин (в), фенотиазин (г).Стабилизация интеркаляционного комплекса происходит в основном за счетВан-дер-Ваальсовых взаимодействий.Увеличение контурной длины макромолекулы при взаимодействии сплоскимигетероциклическимисоединениямибылообнаруженоприисследовании гидродинамических свойств комплексов ДНК с акрилиновымикрасителями.

Одними из первых, работы по исследованию характеристическойвязкости ([η]) и коэффициента седиментации (S) комплексов фрагментированной10ультразвуком ДНК с профлавином проводили Коен и Айзенберг [10]. В работебыло использовано соотношение:Lr/L0={[η]rf(p)0/[η]0f(p)r}1/3,дляопределенияудлинениямакромолекулы(1.2)присвязываниисинтеркалятором в тех случаях, когда контурная длина низкомолекулярной ДНКменьше длины статистического сегмента двойной спирали.

Здесь [η]r и [η]0 –характеристическая вязкость комплекса и свободной ДНК, соответственно; f(p)r иf(p)0 – функция отношения полуосей макромолекулярного эллипсоида комплексаи свободной ДНК, соответственно.В работах Райнерта [11] удлинения цепи ДНК было установлено приизмерении характеристической вязкости комплексов лигандов с ДНК различноймолекулярноймассы.Приэтомбылообнаруженоиувеличениетермодинамической жесткости цепи ДНК при образовании интеркаляционныхкомплексов.В работах по исследованию взаимодействия ДНК с акридиновымисоединениями [12] и производными актиноцина [13] методом динамическогодвойного лучепреломления было показано, что при связывании с ДНКклассических интеркаляторов происходит увеличение не только ее контурнойдлины,ноидлиныстатистическогосегмента,тоестьувеличениетермодинамической жесткости.В настоящее время возрастание вязкости растворов ДНК в присутствииразличных лигандов часто рассматривается в качестве основного признакаувеличения контурной длины ДНК, а, следовательно, и в качестве обоснованияинтеркаляционного связывания данного лиганда [14,15].Увеличение расстояния между парами азотистых оснований в местеинтеркаляции лиганда сопровождается изменением угла между этими парамиоснований, приводящее к локальному раскручиванию двойной спирали.

[16].Такой эффект был обнаружен в работах Бауэра и Винограда [17], Кроуфорда иУоринга [18] по исследованию взаимодействия кольцевой ДНК с акридиновыми ифенантридиновыми красителями. В В-форме ДНК угол поворота между11соседними парами азотистых оснований равен 36°.

При встраивании между нимигетероциклического хромофора он увеличивается на 12 – 25 градусов [19].Приинтеркаляционномкомплексообразованиипомимолокальныхизменений в структуре макромолекулы, возникают изменения в спектральныхсвойствах самих интеркалирующих соединений.Наличиеплоскогогетероциклическогохромофораопределяетсуществование у этих соединений длинноволновой полосы поглощения ввидимой области спектра, соответствующей π-π электронным переходам. Приинтеркаляции наблюдается гипохромный эффект и батохромный сдвиг (красноесмещение) этой полосы [20,21,22].

Подобные изменения в спектрах поглощениялигандов происходят в результате изменения окружения молекулы лиганда при ееинтеркаляции в двойную спираль ДНК.Как правило, классические интеркаляторы не имеют собственногокругового дихроизма. Однако вследствие интеркаляции в двойную спираль ДНКможет наблюдаться индуцированный круговой дихроизм, как положительного,так и отрицательного знака в зависимости от электронной структуры лиганда иего ориентации относительно ближайших пар азотистых оснований [23].Изменения в спектральных свойствах лиганда при интеркаляции в двойнуюспираль макромолекулы часто используются для определения стехиометриикомплексов и термодинамических параметров связывания [24].Приинтеркаляциимаксимальноеколичествоместсвязывания,приходящееся на пару оснований ДНК, n=0.5, т.е.

минимальное расстояние междуинтеркаляционными сайтами составляет две пары азотистых оснований, чтоопределяется «правилом исключенного соседа» [25]. Константы связывания приэтом варьируются в пределах ~105 – 107 М-1 [26,27,28], что соответствуетизменению свободной энергии ΔG от -6 до -9 ккал/моль. Уменьшение свободнойэнергии определяется изменениями в энтальпии и энтропии.Величиныинтеркаляциивкладаразличныхбылирассмотренысоставляющихвработесвободнойэнергии[26].Методоммикрокалориметрического титрования было установлено, что связывание с ДНК12таких соединений, как фенантридиновые красители [29], тилорон [30],бензодиазепины [31] является экзотермическим.