Диссертация (Микробная колонизация нижних дыхательных путей и её влияние на развитие нозокомиальных пневмоний у онкохирургических больных в отделениях интенсивной терапии), страница 2

Проведено изучениеособенности микробной этиологии нозокомиальныхпневмоний у онкохирургических пациентов, находящихся в блоках интенсивнойтерапии и спектр чувствительности возбудителей к антимикробным препаратам.3. На основе данных локального микробиологического мониторинга впервыеустановлено, что доказанная микробная колонизация нижних дыхательных путейне влияет на частоту развития, тяжесть течения и исходы нозокомиальныхпневмоний у онкохирургических пациентов.Теоретическая и практическая значимость1. Выявлены микроорганизмы, колонизирующие нижние дыхательные пути уонкохирургических пациентов, находящихся в блоках интенсивной терапии иопределенспектр ихчувствительностик применяемым антимикробнымпрепаратам.2.

Выявленыосновныевозбудителинозокомиальныхпневмонийуонкохирургических пациентов, находящихся в блоках интенсивной терапии иопределен спектр их чувствительности к применяемым антибактериальнымпрепаратам.3. Полученные данные позволят сократить необоснованное и нерациональноеприменение малоэффективных антимикробных средств, что уменьшит рискселекции и распространения резистентных штаммов в локальных условиях,позволятповыситьклиническуюимикробиологическуюэффективностьантибактериальной терапии, улучшить результаты лечения и качество жизнионкохирургических пациентов с нозокомиальными пневмониямив блокахинтенсивной терапии.4.

Модифицированалгоритм профилактики нозокомиальных пневмоний уонкохирургическихпациентов,находящихсявотделенииинтенсивнойреанимации (для профилактики нозокомиальных пневмоний у пациентов с9доказанной микробной колонизацией нижних дыхательных путей рекомендованопродление антибиотикопрофилактики до 72 часов).Методология и методы исследованияМетодология работы базируется на современных принципах научногопознания и спланирована соответственно поставленной цели. Предметомисследованиясталивозбудителямипроблемы,связанныенозокомиальныхспневмонийнаиболеепроблемнымимикроорганизмами-смножественной лекарственной устойчивостью.

Анализ научной литературы,посвящённойпроблемаммикробиологическогомониторингавозбудителейгоспитальных пневмоний, проведён на основе формально-логических методовисследования. Объектом исследования явились штаммы микроорганизмовциркулирующихвбактериологическиеОАРИТметоды,МГОБ№62.результатыВработеанализировалисьприменялисьнаосновестатистических методов.Общая характеристика исследованияРабота проводилась с 2010 по 2013 год и состояла из двух этапов –клиническогопозволилиимикробиологического.определитьведущуюМикробиологическиегоспитальнуюфлорувисследованияхирургическихотделениях больницы и изучить ее чувствительность к широкому спектруантибактериальных препаратов.

В исследование включали штаммы клиническизначимых патогенов. От каждого пациента было получено не более одногоштамма того или иного микроорганизма. Микробиологическое исследование(выделение иидентификациявозбудителей)полученногобиологическогоматериала и определение чувствительности к АМП выделенных микроорганизмовпроводилась в бактериологической лаборатории МГОБ №62.10Клиническая часть проведенного исследования заключалась в отборепациентов из различных хирургических отделений и ОАРИТ больницы спризнаками НП [28]. Всего обследовано 100 человек; пациенты былираспределенынадвегруппы:микробиологическихпосевовинструментальнолабораторных—досположительнымиоперации,нобезпризнаковинфекциирезультатамиклинических—идоказанноймикробной колонизацией (основная группа, 50 человек) и с отрицательнымирезультатами микробиологических посевов (группа сравнения, 50 человек).

Дляопределения влияния доказанной микробной колонизации нижних дыхательныхпутей на развитие НП у пациентов, включенных в исследование, ретроспективнобыл оценен микробиологический статус НДП путем взятия бронхиальных смывови их бактериологического изучения. Диагноз НП выставлялся в соответствии сдействующими методическими рекомендациями [28].Кроме того, для выявления особенностей этиологии НП у онкохирургическихпациентов проводился мониторинг доминирующих возбудителей; в рамкахмониторинга обследовано 154 человека с НП, проходивших лечение вхирургических отделениях МГОБ №62.

Все онкохирургические больные спризнакамиНПполучалиантибактериальнуютерапию(АБТ),котораяпроводилась согласно действующим в больнице алгоритмам. Эффективность АБТоценивали по стандартным критериям в соответствии с международнымитребованиями [15].Биологический материал, присылаемый на микробиологическое исследование,былпредставленбронхоальвеолярнымлаважом.Культуральномубактериологическому исследованию подвергнуто 635 проб биоматериалов, 100%из которых составило отделяемое нижних дыхательных путей.При микробиологическом исследовании было выделено 366 штаммовмикроорганизмов, из них 154 штаммов грамотрицательных, 107 штаммовграмположительных бактерий и 105 штаммов грибов, а так же изучена их чувствительность к антибактериальным препаратам.11Методы взятия материала для бактериологического исследованииПри бронхоскопии вводили 10 мл физиологического раствора с последующимего отсасыванием в стерильную пробирку.

Содержимое бронхов, полученное прибронхоскопии или при аспирации через трахеостому, представляющее собойгомогенную взвесь, условно принимали за разведение 1:9.Методы бактериологического исследованияИспользовали следующие питательные среды:-5% кровяной агар с диском оптохина в центре питательной среды;- шоколадный агар с селективной добавкой для гемофильной палочки;- желточно-солевой агар ( агар Чистовича);- среда Эндо;- среда Сабуро.Посевы инкубировали в атмосферных условиях при 35 0С в течение 24 часов.Чашки Петри с 5% кровяным агаром и шоколадным агаром инкубировали в СО2 инкубаторе (5-10% СО2).При отсутствии роста чашки с посевами оставляли на вторые сутки.

Послеинкубации просматривали чашки с посевамии подсчитывали каждый видмикроорганизмов. Количество микроорганизмов определяли в максимальномразведении мокроты, в котором ещё удалось обнаружить данный вид бактерий.Изолятырасценивали как этиологически значимые в концентрации: >10-3КОЕ/мл.Питательную среду «шоколадный агар» готовили следующим образом: в 100 мл дистиллированной воды растворяли 7,2 г. агаровой основы(Колумбийский агар) и готовили на водяной бане; раствор автоклавировали в течение 15 мин при температуре 120о С; 100 мл готового бараньего гемоглобина подогревали на водяной бане до 500 оС.После извлечения из автоклава раствор со средой остужали примерно до 50о С, а12затем смешивали с добавлением 2 мл ростовой добавки «Iso Vitalex», 1 млселективной добавки и гемоглобином.Идентификациюморфологическим,выделенныхмикробовтинкториальнымипроводилипобиохимическимкультуральным,свойствам.Всеисследования по идентификации микробов проводились с использованиемобщепринятых методов [30, 31, 79, 80].По результатам первичного посева и данных микроскопии проводилидифференциацию культур на грамположительные и грамотрицательные коккиили палочки.

Для идентификации грамположительных кокков на основаниихарактера роста на кровяном агаре, данных морфологии и наличия каталазнойактивности использовали тест-систему «BBL CRYSTAL GP ID» (БектонДиккенсон,США).Дляидентификацииграмотрицательныхбактерий,ферментирующих и неферментирующих глюкозу, использовали тест-систему«BBL CRYSTAL E/NF ID» (Бектон-Диккенсон, США).

Для идентификациинейссерий и гемофильных палочек использовали тест-систему «BBL Crystal N/H»(Бектон-Диккенсон, США). Для определения подвижности культур проводилипосевы на полужидкий агар. Для приготовления бактериальной суспензиииспользовали 18-24 часовые культуры микробов, выросшие на кровяном агаре.Наборы для биохимической идентификации «BBL Crystal» включают: пробирка с коммерческой средой для разведения образца культуры; одноразовая, стерильная ванночка с лунками; стандартная биохимическая панель (рис.

1).13Рисунок 1.Биохимическая панель набора «BBL Crystal» фирмы Бектон-Диккинсон (США).Методика приготовления биохимической панели «BBL Crystal»:1. В пробирку с коммерческой средой для разведения образца культуры вносятопределенное количество чистой культуры с тем условием, чтобы мутностьполученной взвеси соответствовала 0,5 стандарта мутности по МакФарланду(Remel, США). Использовалась только чистая суточная культура микробов.2. Полученную суспензию переносят в одноразовую стерильную ванночку слунками и равномерно распределяют по лункам.3.

Накрывают стандартной биохимической панелью и нажимают до получениязвука щелчка.Приготовленную панель инкубируют в термостате при t — 36-370 C взависимости от профиля панели от 4-6 часов до 24 часов. После инкубации, такжев соответствии с инструкциями, добавляют необходимые реактивы и проводятучёт результатов. Учёт и интерпретацию результатов видовой идентификациипроводят автоматически с использованием анализатора «Кристал Авторидер».Для определения подвижности культур проводят посев на полужидкий агар. Дляприготовления бактериальной суспензии используют 18-20 часовые культурымикробов, из которых готовят суспензии необходимой степени мутности,указанной в инструкциях к конкретному виду тест-систем, на нефелометре «BBLCRYSTALSPEC»(Бектон-Диккенсон,США).Инокулируютбактериальные14суспензиивтест-системы,инкубируютватмосферныхусловияхпритемпературах, указанных в инструкциях.

Для проверки чистоты культуры изсуспензий параллельно с инокулированием проводят высевы из суспензий наплотные питательные среды. После инкубации проводят учёт результатов.Определение чувствительности к антибактериальным препаратамВнастоящеевремябольшинствоисследованийприопределениичувствительности микробов к антибиотикам руководствуются стандартамиНационального комитета по клиническим лабораторным стандартам США(National Committee on Clinical Laboratory Standards — NCCLS) [79, 80] иотечественными методическими указаниями МЗ РФ: МУК 4.2.1890-04 [30].Вследствие этого, исследования по чувствительности микробов к широкомуспектруантибактериальныхпрепаратовиинтерпретациюполученныхрезультатов проводили в соответствии с этими рекомендациями.

Использовалистандартизированный метод оценки — диско-диффузионный.Диско-диффузионный метод (метод Кирби-Бауэра) [79] основан на феноменеингибиции антибиотиком поверхностного, видимого роста микробов на плотной(агаровой) питательной среде.ДлятестированиячувствительностивыделенныхштаммовУПМкантибиотикам использовали: агар Мюллера-Хинтона II (Бектон-Диккенсон, США); агар Мюллера-Хинтона II (Бектон-Диккенсон, США) с 5% крови барана;Для приготовления инокулюма использовали 18-20-ти часовые агаровыекультуры или 5-6 часовые бульонные культуры исследуемых микробов, изкоторыхготовилибактериальныесуспензии,соответствующиестандартумутности 0,5 по МакФарланду, что, примерно, составляет 1,5х108 КОЕ/мл.Коммерческими стерильными ватными тампонами наносили инокуляты на чашкиПетри с питательными средами.