Диссертация (1144724), страница 26
Текст из файла (страница 26)
Компоненты, зависимые откорня, включают факторы, вовлеченные в ответ на первичные клеточныеделения, которые приводят к индукции RDS. Другие зависимые от корнякомпоненты действуют после восприятия SDI, который ингибируетдальнейшее развитие клубенька. У различных видов семейства Бобовыхбыливыявленымутанты,которыепроявляютфенотипсупер(гипер)клубеенькообразования (Reid et al., 2011b). Ортологичные геныPsNOD3 и MtRDN1 могут функционировать до восприятия SDI, будучивовлеченными в продукцию или передачу RDS (Li et al., 2009). В то жеОбзор литературы149время, TOO MUCH LOVE у L. japonicus может действовать как рецепторSDI, или быть задействованным в сходной функции (Magori et al., 2009).К зависимым от побега компонентам системы авторегуляции относятсяразличные рецепторные киназы.
Были выявлены ортологичные гены,кодирующие рецепторные киназы с богатыми лейцинами повторами,сходные с CLAVATA1 у A. thaliana: LjHAR1 у L. japonicus, (Krusell et al.,2002), PsSym29 у гороха (Krusell et al., 2002), GmNARK у сои (Searle et al.,2003), MtSUNN у M.
truncatula (Schnabel et al., 2005). Мутации по этим генамприводяткфенотипусуперклубенькообразованияиповышеннойчувствительности к нитратам. Прививочные эксперименты показали, что запроявление мутантного фенотипа отвечает стебель. Также были выявленыCLAVATA2-подобные рецепторные киназы: LjCLV2 у L. japonicus иPsSym28 у гороха (Krusell et al., 2011). У L. japonicus была выявлена еще однарецепторная киназа — KLAVIER (KLV) (Oka-Kira et al., 2005; Miyazawa etal., 2010). Предполагается, что выявленные рецепторные киназы могутформировать мультирецепторные комлексы, которые формируются изсходных киназ у A.
thaliana (Soyano, Kawaguchi, 2014). Такого родавзаимодействие было показано для LjKLV и LjHAR1 (Miyazawa et al., 2010).ПредполагаемымипредставителилигандамисемействаCLEрецепторныхпептидовLjHAR1/MtSUNN/GmNARK/PsSym29(см.воспринимаюткиназявляютсяраздел1.1.15.11).CLEпептиды,вероятно, в комплексе с другими рецепторами CLAVATA2 и KLAVIER(Miyazawa et al., 2010; Krusell et al., 2011).
Было показано, чтоарабинозилированныйгликопептидвходепосттрансляционноймодификации LjCLE-RS2 присутствует в ксилемном соке и непосредственносвязывается с LjHAR1 (Okamoto et al., 2013). Восприятие CLE пептидовзапускает синтез нового сигнала — SDI, который транспортируется обратнов корни и ингибирует дальнейшее клубенькообразование, однако природаэтого сигнала остается неизвестной (Lin et al., 2010).
Для M. truncatula былоОбзор литературы150показано, что экспрессия MtCLE13 зависит от цитокинина, что указывает нато,чтоавторегуляцияклубенькообразованияможетбытьвызванасопутствующим формированием клубеньковых примордиев (Mortier et al.,2012).1.1.20. Гены ризобий, контролирующие развитие симбиотическихвзаимоотношений с бобовыми растениямиРоль бактериальных nod генов в контроле ранних стадий развитиясимбиоза достаточно хорошо изучена (см.
раздел 1.1.). Однако, относительноэкспрессии данных генов и функции Nod-факторов на поздних стадияхразвития азотфиксирующего клубенька получены противоречивые данные.Ранее было показано, что ризобиальные nod гены экспрессируются врастущих инфекционных нитях, но в зрелых бактероидах их транскрипциярепрессирована (Sharma, Signer, 1990; Schlaman et al., 1991; Schlaman et al.,1992).
Позднее было обнаружено присутствие Nod-факторов в бактероидах,расположенных в клетках зоны азотфиксации симбиотического клубенька(Timmers et al., 1998). Таким образом, было предположено, что Nod-факторыклубеньковых бактерий могут играть важную роль и на поздних стадияхразвития симбиоза.Также для успешного формирования симбиоза необходимы гены,вовлеченные в формирование бактериальной клеточной поверхности, такиекак гены, вовлеченные в биосинтез липополисахаридов (lps гены),экзополисахаридов (exo гены), капсулярных полисахаридов или К-антигенови β-1,2(1,3)-глюканов (ndv гены) (Fraysse et al., 2003).
Данные гены важныкак для свободноживущих ризобий, так и для развития симбиоза, т.к.мутации по этим генам приводят к различным нарушениям инфекции (Cheng,Walker, 1998). Детально процесс модификации бактериальной клеточнойповерхности во время развития симбиоза рассмотрен нами ранее (Цыганова,Цыганов, 2012).Обзор литературыОсобоеместо151средибактериальныхгенов,функциякоторыхнеобходима в процессе симбиоза, занимают гены, обеспечивающиетранспорт дикарбоновых кислот в клетки бактерий.
Установлено, что именномолекулы дикарбоновых кислот (сукцинат, малат, фумарат) являютсяисточником углерода и энергии для бактероидов (Ronson et al., 1981; Watsonet al., 1988; Van Slooten et al., 1992). У R. leguminosarum и S. melilotiтранспорт дикарбоновых кислот в бактероиды контролируется тремя генами:ген dctA кодирует структуру мембранной сукцинат-пермеазы, а dctB и dctD—белкидвухкомпонентнойрегуляторнойсистемы,определяющиетранскрипцию гена dctA (Ronson et al., 1984; Jording, Pühler, 1993).
БелокDctBявляетсясенсором,встроеннымвмембранубактероидовиреагирующим на присутствие дикарбоновых кислот, а DctD взаимодействуетс промотором гена dctA, облегчая посадку на него РНК-полимеразы (Jordinget al., 1994).Было установлено, что функция гена dctA необходима для нормальногоразвитиясимбиотическихвзаимоотношениймеждуклубеньковымибактериями и бобовыми растениями, мутации в данном гене приводят кформированию неэффективных клубеньков (Fix−) (Ronson et al., 1981; Watsonet al., 1988; Van Slooten et al., 1992).
С другой стороны, мутации в генах dctBи dctD определяют лишь незначительное снижение азотфиксирующейактивности клубеньков (Yarosh et al., 1989). Анализ экспрессии гена dctA вклубеньках люцерны (M. sativa) показал, что данный ген экспрессируетсятолько в клетках бактерий, высвободившихся в цитоплазму растительнойклетки.Однако,дополнительновклубенькахнаблюдаласьDctBD-независимая экспрессия гена dctA, индукция которой была отмеченатолько в клетках интерзоны II–III и азотфиксирующей зоны (Boesten et al.,1998).
На основании этих данных было предположено, что существуетдополнительнаясистема,контролирующаяэкспрессиюгенаdctAвсимбиотическом состоянии. Данная система получила название ASA (отОбзор литературы152англ. Alternative Symbiotic Activator) (Boesten et al., 1998). Исходя из анализаструктуры промотора гена dctA и характера его DctBD-независимойэкспрессии, было предположено, что ген nifA является одним из возможныхальтернативных регуляторов гена dctA (Boesten et al., 1998).Переход бактероидов к фиксации азота связан с активацией nif и fixгенов.
Экспрессия генов nifH и nifDK, является ключевой для всех ризобий,т.к.оникодируютэлементынитрогеназы.NifDKявляетсягетеротетрамерным комплексом, содержащим Fe-Mo кофактор, а NifHявляется гомодимером, содержащим Fe-S кластер (Rubio, Ludden, 2008). ГенnifA является основным транскрипционным активатором nif генов (Morett etal., 1988; Morett, Buck, 1989). Он является белком, связывающимся сэнхансерами, который при низком парциальном давлении кислородасовместно с сигма-фактором σ54 активирует транскрипцию ряда nif и fix генов(Fischer, 1994; Dixon, Kahn, 2004). Существуют другие nif гены, их числоварьирует у различных видов ризобий: 13 у B. japonicum, 8 у R.leguminosarum bv.
viciae штамм 3841 и 9 у S. meliloti штамм 1021 (MassonBoivin et al., 2009). Среди fix генов необходимыми для азотфиксацииявляются fixABCX, мутации по ним делают невозможной азотфиксацию у S.meliloti и B japonicum (Fischer, 1994).
Тем не менее, их функция до конца невыяснена, предполагается, что FixABCX может участвовать в переносеэлектронов к нитрогеназе (Earl et al., 1987; Fischer, 1994). FixNOPQ кодируетмедь-содержащуюспецифическуюцитохромоксидазуcbb3-типа,необходимую для дыхания бактероидов в условиях низкой концентрациикислорода. Мутанты по оперону fixNOPQ у B.
japonicum характеризовалисьзначительным снижением уровня азотификсации у сои (Delgado et al., 1998).У S. meliloti 1021 оперон fixNOPQ представлен 2 копиями (Renalier et al.,1987). Предполагается, что оперон FixGHIS контролирует транспорт медидля цитохромоксидазы (Thöny-Meyer, 1997).Обзор литературыНитрогеназаявляется153крайнечувствительнойккислородуиинактивируется в клубеньках сои уже при концентрации 57 нМ (Kuzma et al.,1993).
Поэтому в клубеньках поддерживается крайне низкая концентрациякислорода: 5–30 нМ (Kaminski et al., 1998). В то же время кислород являетсянеобходимым для синтеза АТФ, участвующего в функционированиинитрогеназы, что требует поддержания в клубеньке тонкого кислородногобаланса при помощи «кислородного барьера» и леггемоглобина (Minchin etal., 2008). Таким образом, низкая концентрация кислорода в клубенькеявляется триггером активации nif и fix генов, хотя способ, какимвоспринимается концентрация кислорода, различается у разных видовризобий (Terpolilli et al., 2012).FixL является ключевым компонентом регуляции азотфиксации (Davidet al., 1988; Green et al., 2009).
Сенсорный домен FixL содержит PAS домен, вкотором чувствительный к кислороду гем приводит к конформационнымизменениям, связанным с кислородом. Только при отсутствиии кислородавозможноавтофосфорилированиетрансмиттерногодомена.Оттрансмиттерного домена фосфорная группа переносится на соответствующийвоспринимающий домен в регуляторе FixJ (Tuckerman et al., 2001). FixLJвлияют на широкий круг клеточных процессов, включая дыхание,метаболизм аргинина, денитрификацию, транспорт, метаболизм пролина идругие (Bobik et al., 2006).
![](https://s.studizba.com/z.php?f=/templates/si/i/noavatar.png&w=100&h=100&t=1"){kind=avatar}
