И.П. Ашмарин, А.А. Каменский, Г.С. Сухова - Руководство к практическим занятия по физиологии человека и животных (1128356), страница 43
Текст из файла (страница 43)
Бумагу помещают на сетку, изготовленную из капроновой лески, размеры квадратов сетки должны соответствовать размерам квадратов бумаги. На середину каждого квадрата наносят микропипеткой 0,05 мл исследуемой плазмы. Плазма свертывается тромбином в течение 5— 10 мин.
После этого бумагу разрезают на полоски, дважды промывают в физиологическом растворе по 30 мин и один раз дистиллированной водой 10 мин. Промытые полоски бумаги высушивают при комнатной температуре и окрашивают в растворе кислого фуксина, погружая их в раствор на 10 мин. Затем избыток краски отмывают раствором 5%-й уксусной кислоты до тех пор, пока приливаемый раствор уксусной кислоты не станет бесцветным. Полоски выкладывают на фильтровальную бумагу и сушат под тягой. Высушенные полоски разрезают на квадраты.
Квадраты, свернутые трубочкой, помещают в большие химические пробирки, заливают 9 мл смеси спирта со щелочью и оставляют при комнатной темпепатуре для элюции. Через 4 ч приливают 1 мл 5 н. раствора Н,БО„и определяют интенсивность окраски в пробах на ФЭК-М56 со светофильтром № б против контроля. Расчет концентрации фибриногена производят по стандартной кривой.
Обычно нормальные значения фибриногена для нелинейных крыс составляют 200 — 400 мг%. Определение фиоринолитической активности Для определения фибринолитической активности наносят 2 параллельные пробы на 2 квадрата. Одни квадраты обрабатывают вышеописанным способом для определения концентрации фибриногена, другие квадраты сворачивают трубочкой и помещают в конические центрифужные пробирки. В пробирки приливают по 10 мл мединалового буфера и ставят на инкубацию в термостат при 37'С на 3 ч.
После инкубации квадраты извлекают из пробирок с помощью пинцета, промывают и окрашивают так же, как и пробы без инкубации. После высушивания пробы элюируют в смеси спирта со щелочью в течение 4 ч, добавляют 5 н. Н,БО4 и определяют интенсивность окраски, по которой судят о количестве фибриногена в пробе. По разности фибриногена в инкубированных и неинкубированных пробах определяют лизис фибрина плазмы в процентах по формуле: Тема И. Патофизиология гемостаза Пересчет экстиикции в концентрацию фибрииогена Концентрация фибриногена (мг'А1 Концентрация фибриногена (мг'Уе) Экстинкция Экстинкция 0,10 140 0,35 0,11 536 150 0,37 170 0,13 190 560 0,38 0,39 200 590 0,15 220 610 230 0,16 0,17 640 260 0,43 650 0,19 0,44 280 0,20 ЗОО 0,21 3!О 0,22 320 0,48 0,23 340 708 0,50 720 370 0,51 380 752 390 0,53 400 0,28 0,54 420 0,29 800 О,ЗО 440 460 0,31 832 0,57 0,32 480 500 0,33 508 0,34 фА(о ц, ~ ООо А — Б А где: А — фибриноген без инкубации, Б — фибриноген после инкубации.
С помощью табл. 2 определяют концентрацию фибриногена и фибринолитическую активность в плазме крови опытных и контрольных крыс. ОБРАБОТКА И ОБСУЖДЕНИЕ РЕЗУЛЬТАТОВ По результатам вышеописанных методов делают общее заключение об изменениях в свертывающей и противосвертывающей системах крыс, подвергнутых аудиогенному стрессу.
Тема ГЧ. Патофизиология гемостаза 221 сдерживает распространение тромба за пределы поврежденной поверхности сосуда. Регуляция свертывания крови осуществляется системой протеина С, блокирующей образование тромбина, и ингибиторами активных факторов свертывания — серпинами, важнейшим из которых является антитромбин ПХ. Удаление фибрина осуществляет фибринолитическая система. Цели задачи. 1.
Освоить методику образования экспериментального тромбоза. 2. Изучить действие тромболитического препарата. МЕТОДИКА Работу проводят на белых беспородных крысах-самцах весом 180 — 200 г. Животных делят на 2 группы — опытную и контрольную (равное число животных в каждой группе). Экспериментальный тромбоз яремной вены вызывают путем введения тромбина в заранее изолированный фрагмент вены в области ключицы. Тромболитический препарат вводят в вену с противопожной стороны. Материалы, оборудование и реактивы.
Столик для фиксации животного, завязки; малый набор хирургических инструментов, стеклянные крючки; шприц инсулиновый для введения тромбина, шприц на 2 мл для введения препарата или физиологического раствора; хирургический шелк или два миниатюрных зажима для пережатия вены; нембутал; физиологический раствор (0,85% раствор ХаС1); раствор тромбина (2 мг/мл физраствора при активности 10 ООО Ед на 1 мг сухого препарата); тромболитический препарат — целиаза, стрептаза или триаза. ХОД РАБОТЫ Животное наркотизируют внутрибрюшинным введением нембутала (40 мг/кг веса) и фиксируют на операционном столике брюшком вверх при помощи марлевых завязок. Операцию начинают только после полной наркотизации животного. С вентральной стороны в области плечевого пояса и шеи подготавливают кожу для операции — удаляют шерсть.
Захватив пинцетом кожу, большими или средними ножницами отрезают небольшой ее лоскут. Образуется участок оголенной ткани 1~1 см. Маленькими ножницами постепенно слой за слоем удаляют мышечную ткань. Затем стеклянными крючками и пинцетом отпрепаровывают яремную вену, отделяя ее от мышц и жировых пленок. На вену накладывают два зажима, выделяющие сегмент длиной 0,5 — 1 см. Первым ставят зажим у ключицы, а затем ближе.к голове. Через 10 мин в изолированный заполненный кровью сегмент вены инсулиновым шприцем вводят каплю тромбина и ждут, Часть 11.
Практические задачи по патофизиологии не вынимая иглы, 2 — 3 мин, чтобы предотвратить вытекание крови из места прокола. Операционное поле накрывают тампоном, смоченным в физиологическом растворе," и животное оставляют для образования тромба на 40 — 120 мин. После образования тромба зажимы снимают и определяют размеры тромба, Время введения тромбина и образования тромба записывают. Для растворения полученного тромба в противоположную яремную вену вводят тромболитический препарат (целиазу, стрептазу или триазу).
Дозу вводимого препарата выбирают в зависимости от его активности. Активность тромболитических препаратов варьирует от 5 до 250 тыс. ед. Обычная доза на 200 г массы животного составляет 3 — 5 тыс. ед. Животным контрольной группы в том же объеме вводят растворитель (0,85%-й ХаС1). Отмечают время введения и время растворения тромба. ОБРАБОТКА РЕЗУЛЬТАТОВ Данные, полученные в ходе эксперимента, заносят в таблицу. ~а и б — ширина и длина тромба ~мм). Рекомендуемая литература Зубаиров Д.М. Молекулярные основы свертывания крови и тромбообразования.
Казань, 2000. Задача 1. Исследование неврологического дефицита у крыс при ишемии головного мозга, вызванной одномоментной окклвзией общих сонных артерий ВВЕДЕНИЕ Деятельность головного мозга в целом и все специфические для нервной ткани процессы находятся в тесной зависимости от уровня энергетического обмена, определяемого прежде всего поступлением с кровотоком кислорода и глюкозы в нервную ткань. Составляя около 2% общей массы тела человека, головной мозг потребляет 20 — 25% поступающего в организм кислорода и до 70% свободной глюкозы. Ишемия головного мозга, возникающая вследствие снижения мозгового кровотока и дефицита кислорода и глюкозы, является наиболее распространенной причиной нарушения его функций.
Остановка или сильное снижение кровотока в мозге приводит к развитию неврологического дефицита, который становится необратимым, если не происходит быстрого восстановления кровотока. Время ишемии, после которой функции мозга могут полностью восстановиться, зависит от многих факторов: температуры, функциональной активности нейронов, состояния кислородтранспортных систем крови и др. Различные области мозга отличаются по своей устойчивости к ишемии. Так, например, в нейронах сектора СА1 гиппокампа необратимые повреждения развиваются в течение 5-минутной ишемии, тогда как другие популяции нервных клеток выживают при нормотермической остановке мозгового кровобращения даже в течение 1 часа.
Первичный механизм нарушения клеточных функций при ишемии связан с нарушением баланса ионов кальция в клетках. Недостаток АТФ в клетке немедленно сказывается на важнейших Тема Ч. Патофизиология нервной системы дированной (суженной) артерии. Клиническим прототипом фокальной ишемии мозга является ишемический инсульт, который наиболее часто возникает в результате тромботической окклюзии средней мозговой артерии. В эксперименте такую окклюзию осуществляют хирургическим путем — краниотомией в посторбитальной области с последующим наложением на артерию лигатуры или клипсы. Другой подход — закупорка средней мозговой артерии путем введения в нее нейлоновой нити через наружную сонную артерию. Часто окклюзию средней мозговой артерии совмещают с окклюзией внутренней сонной артерии на ипсилатеральной стороне.
Фокальную ишемию мозга получают также путем локальной аппликации мощного вазоконстриктора эндотелина-1, тромботической окклюзией с помощью сгустка крови, локального фото- тромбоза с применением лазерного пучка и фоточувствительной краски. Микрососудистую окклюзию создают путем введения в сонную артерию закупоривающих мелкие сосуды специальных микросфер или воздушных пузырьков. Глобальная ишемия мозга может воспроизводится в эксперименте с помощью остановки сердца с последующими реанимационными приемами, восстанавливающими кровообращение. Остановку сердца по методу В.Г.Корпачева с соавт.
(1982) осуществляют путем одновременной механической окклюзии выносящих и приносящих сосудов сердца на несколько минут без вскрытия грудной клетки. Остановку сердца можно вызвать специально спровоцированной фибрилляцией желудочков сердца или внутрисердечным введением фармакологических препаратов, останавливающих сердце (цитрат калия, хлорид калия, ацетилхолин и др.). При остановке сердца ишемия возникает не только в мозге, но и во всех органах, и постишемическое восстановление может идти разними путями. Полную ишемию мозга вызывают или увеличением внутричерепного давления выше давления крови путем введения некоторого объема жидкости под высоким давлением в большую цистерну (сЫегпа тампа) или пережатием всех кровеносных сосудов, подающих кровь к голове.
![](https://s.studizba.com/z.php?f=/templates/si/i/noavatar.png&w=100&h=100&t=1"){kind=avatar}
