Просмтор этого файла доступен только зарегистрированным пользователям. Но у нас супер быстрая регистрация: достаточно только электронной почты!

Текст из файла (страница 19)

При лучевом воздействии на ткани с низким уровнем пролиферативной активности и восстановительных процессов (например, на нервную ткань, печень, мышцы) феномен ослабления эффекта облучения при снижении мощности дозы менее выражен или даже отсутствует при воздействии любых видов ионизирующих излучений.

5. Доза облучения - наиболее важный фактор, определяющий в конечном итоге степень радиационного поражения биологического объекта. В радиобиологических экспериментах наиболее распространенным является исследование дозовой зависимости какого-либо радиационного эффекта, отражающего ту или иную сторону лучевого поражения организма. Наиболее четкие радиационные эффекты любых физиологических, биохимических, генетических или других параметров могут быть использованы в качестве критериев для оценки степени лучевого поражения организма. Одним из наиболее часто применяемых критериев оценки действия излучения на биологические объекты - гибель организма, являющаяся конечным итогом многочисленных нарушений, происходящих при лучевом поражении. Оценку летального действия излучения на биологические объекты проводят, исследуя зависимость гибели или выживаемости организмов от дозы облучения (поглощенной дозы). Подобные зависимости, представленные графически, получили название дозовой кривой гибели и дозовой кривой выживаемости: (10.2.11)

Срок наблюдения, в течение которого обычно регистрируется гибель (или выживаемость) зависит, в частности от вида используемого объекта. При исследовании летального действия излучения на большинство видов позвоночных животных срок наблюдения составляет обычно 30 суток.

Дозовая кривая гибели (и выживаемости) имеет типичную S-образную форму. На ней можно выделить несколько характеристических точек: (10.2.12)

Характеристическая точка, значение ординаты которой составляет 50% гибели - значение дозы, соответствующее абсциссе этой точки называется полулетальной дозой (или средней летальной дозой) - обозначают как ЛД₅₀ или ЛД_50/30 (ЛД_50/60), где в знаменателе подстрочного индекса указывают срок (в сутках), в течение которого наблюдают за гибелью. Вторая характеристическая точка имеет в качестве абсциссы минимальную абсолютно летальную дозу (МАЛД), т.е. минимальную дозу, вызывающую гибель всех облученных организмов (ордината – 100% гибели). Третья характеристическая точка имеет в качестве абсциссы т.н. минимальную летальную дозу (МЛД), т.е. практически ту максимальную дозу, которая не вызывает гибели ни одного из облученных организмов (ордината – 0% гибели). Строго говоря, термины «минимальная абсолютно летальная доза» и «минимальная летальная доза» не совсем правомерны, т.к. кривая гибели приближается к отметкам 100% и 0% ассимптотически. Поэтому обычно за минимальную абсолютно летальную дозу принимают дозу, вызывающую гибель 99% объектов (ЛД99), а за минимальную летальную дозу – дозу, вызывающую гибель 1% объектов (ЛД1). Дозы облучения, лежащие в диапазоне от минимальной летальной дозы до минимальной абсолютно летальной дозы, называют летальными дозами. Дозы, превышающие минимальную абсолютно летальную дозу, определяют как сверхлетальные. Дозы, лежащие ниже минимальной летальной дозы – как сублетальные.

Билет 21

Кинетика ферментативных процессов. Влияние температуры на скорость ферментативных реакций.

Рассмотрим реакцию E + S _k-1↔ ^k1 (ES) →^k2 E + P

где S – субстрат, P – продукт, E – фермент, ES – фермент-субстратный комплекс; k1 k-1 – константы прямой и обратной реакций образования комплекса, k2 – константа скорости образования продукта (при малых концентрациях Р эта реакция необратима). k2 показывает число актов катализа в единицу времени – число оборотов фермента.

Эта система описывается следующими уравнениями:

dS/dt = – k1 (S)(E) + k-1 (ES)

dE/dt = – k1 (S)(E) + k-1 (ES) + k2 (ES)

d(ES)/dt = k1 (S)(E) – k-1 (ES) – k2 (ES)

dP/dt = k2 (ES) = υ_p

Важным фактором, от которого зависит скорость ферментативной реакции (равно каталитическая активность фермента) является температура, влияние которой показано на рис 4.5.(Влияние температуры на скорость гидролиза крахмала амилазой. ) Из рисунка видно, что с повышением температуры до определенной величины скорость реакции увеличивается. Это можно объяснить тем, что с повышением температуры движение молекул ускоряется и у молекул реагирующих веществ оказывается больше возможности столкнуться друг с другом. Это увеличивает вероятность того, что реакция между ними произойдет. Температура, обеспечивающая наибольшую скорость реакции, называется о п т и м а л ь н о й температурой.

Каждый фермент имеет свою оптимальную температуру. В общем для ферментов животного происхождения она лежит между 37 и 40ОС, а растительного - между 40 и 50ОС. Однако есть и исключения: a-амилаза из проросшего зерна имеет оптимальную температуру при 60ОС, а каталаза - в пределах 0 - 10ОС. При повышении температуры сверх оптимальной скорость ферментативной реакции снижается, хотя частота столкновений молекул увеличивается. Происходит это вследствие денатурации, т.е. потери ферментом нативного состояния. При температуре выше 80ОС большинство ферментов полностью теряют свою каталитическую активность.

Снижение скорости ферментативной реакции при температурах, превышающих оптимальную, зависит от денатурации фермента. Поэтому важным показателем, характеризующим отношение фермента к температуре, является его термолабильность, т.е. скорость инактивации самого фермента при повышении температуры.

При низких температурах (0 ОС и ниже) каталитическая активность ферментов падает почти до нуля, но денатурация при этом не происходит. С повышением температуры их каталитическая активность вновь восстанавливается.

Люминесцентные методы биоиндикации экологического состояния среды.

Смотрят выход фотосинтеза, оценивают флуорисценцию (чем больше на нее ушло,тем хуже ФС).оценивают обилие и состояние водорослей.

Флуоресценция хлорофилла как параметр состояния фотосинтезирующих клеток

Отдельные звенья трансформации энергии в системе ППФ испытывают влияние различных факторов эндогенной и экзогенной (загрязнение среды) природы. Это приводит к регуляторным перестройкам ЭТЦ и к изменению характера фотосинтеза. Накопленные данные фундаментальных исследований в принципе позволяют расшифровать последовательность событий от момента воздействия внешнего фактора до изменения фотосинтеза на уровне его конечных продуктов. Вместе с тем очень важно найти такой показатель состояния ЭТЦ, который бы позволял в режиме реального времени непосредственно оценивать не только эффективность запасания энергии света в ППФ, но и динамику ее изменений в различных условиях существования клеток (свет, температура, состав минеральных и биогенных элементов) во внешней среде.

Именно таким показателем является флуоресценция хлорофилла, локализованного в фотосинтетических мембранах клеток.

Флуоресценция хлорофилла. Не использованная в фотосинтезе энергия поглощенных квантов света диссипирует в тепло или излучается в виде флуоресценции. Подавляющая часть флуоресценци генерируется в ФС 2. Вследствие высокой эффективности дезактивации возбужденного состояния П680 и разделения зарядов в РЦ, флуоресценция ФС 2 характеризуется низкими значениями квантового выхода (1—3%) и времени затухания (100—200 пс). Однако по изменению этих величин можно судить об эффективности основного фотосинтетического запасания энергии электронного возбуждения П680 в различных условиях. В настоящее время параметры флуоресценции как показатель состояния и эффективности функционирования фотосинтетического аппарата широко используются в фундаментальных и прикладных исследованиях. Основная идея состоит в том, что уменьшение эффективности запасания света в фотосинтезе приводит к увеличению интенсивности флуоресценции

Сложная кинетика нарастания переменной флуоресценции хлорофилла отражает последовательное заполнение различных пулов пластохинона на акцепторной стороне ФС 2, а кинетика затухания — гетерогенность окисления восстановленного пула. Исходный уровень флуоресценции (Fo) определяется флуоресценцией хлорофилла в условиях, когда все РЦ находятся в «открытом» рабочем состоянии и способны тушить флуоресценцию антенны, поскольку все молекулы первичного хинонного акцептора QA готовы принять электрон от П680. Если все молекулы QA восстановлены (на свету), РЦ «закрыт» , т.к. перенос электронов от П680 на феофитин невозможен в силу электростатического отталкивания. Поэтому энергия электронного возбуждения большей частью возвращается в антенну и уровень флуоресценции становится максимальным (Fm). Разница между Fm и Fo называется переменной флуоресценцией (Fv= Fm–Fo). Она обусловлена той частью световой энергии, которая в первичных реакциях фотосинтеза утилизируется при открытых РЦ.

Изучение фундаментальных механизмов флуоресценции и выяснение их взаимосвязи с работой ЭТЦ и сопряженными с ней процессами являются основой для использования параметров флуоресцетции в решении прикладных задач, требующих получения характеристики физиологического состояния растения. Применение техники с высоким временным разрешением позволяет проанализировать кинетики нарастания и спада флуоресценции. По характеру кинетической кривой и других параметров флуоресценции (см. ниже) можно судить об изменениях в цепи электронного транспорта.

Флуориметрические методы и аппаратуры для экологического мониторинга водорослей и высших растений

На кафедре биофизики Биологического факультета МГУ разработан комплекс флуориметрических экспресс-методов и созданы технические устройства для диагностики состояния фотосинтетического аппарата высших растений и водорослей в природных условиях

В режиме реального времени эти методы дают информацию о состоянии фотосинтетического аппарата, эффективности фотосинтеза, а также суточную и сезонную динамику этих характеристик, обилии фитопланктона в природных условиях. Они позволяют детектировать наличие повреждений при действии антропогенных загрянений, повышенных интенсивностей солнечной и УФ-радиации, дефицита элементов минерального питания, температуры задолго до того, как они найдут свое внешнее проявление, в частности уменьшение численности клеток. В этом состоит одно из главных преимуществ экспресс-методов в экологическом мониторинге. На сегодняшний день обосновано применение показателя эффективности запасания энергии электронного возбуждения в РЦ. Этот параметр определяется путем сравнения величин интенсивности флуоресценции (F0) при активном состоянии ЭТЦ, когда все реакционные центры открыты, и максимальной интенсивности флуоресценции (Fm) при закрытых реакционных центрах. Закрытие центров вызывается обычно мощной насыщающей вспышкой света, при которой восстанавливаются хинонные акцепторы, а центоры переходят в закрытое состояние, где уровень флуоресценции максимален (Fm). Разность величин Fv=Fm−F0 называется переменной флуоресценцией, а отношение

(Fm −Fo)/Fm= Fv/Fm (1)

равно эффективности использования энергии света в реакционных центрах или эффективности фотохимического тушения флуоресценции. Эта величина (Fv/Fm), определенная в адаптированных к темноте или слабому освещению клетках, дает информацию о максимальной потенциальной активности ППФ. В реальных условиях освещения развиваются процессы (в течение 1–2 минут), ведущие к уменьшению отношения (Fv/Fm), найденного для клеток, адаптированных к темноте.

Наиболее важными здесь являются нефотохимические процессы тушения, вызванные энергизацией мембран с образованием трансмембранной разности концентрации ионов водорода (∆pH) − движущей силы синтеза АТФ. Этот вид тушения носит защитный характер. Он возникает при избыточном образовании ∆pH и насыщении фотосинтеза и способствует дезактивации неиспользованных возбужденных состояний хлорофилла, предотвращая тем самым образование активных форм кислорода в этих условиях.

В настоящее время принято, что определение величин qP, qN, Fv/Fm, интенсивности флуоресценции F0 с одновременной регистрацией температуры и освещенности объектов дает общую информацию о состоянии и обилии клеток. Однако, как видно из выражений (5–7), изменение коэффициентов qP и qN может быть вызвано разными причинами, иногда действующими в противоположных направлениях. Например, интенсивное фотоокисление РЦ может сопровождаться также окислением части антенного хлорофилла, что приводит к падению величины не только Fm, но и F0.

∆pH – зависимое энергизированное тушение – носит «полезный» характер, коррелируя с «полезным» для клетки синтезом АТФ в отличие от «каротиноидной» компоненты нефотохимического тушения, имеющего защитное значение. Соотношение между этими компонентами может меняться в зависимости от условий ос- вещения.Помимо фактора светового освещения свой вклад в наблюдаемые изменения параметров флуоресценции (F0, Fm, Fm′, Ft′, Fv/Fm) дают также температура, состав и наличие элементов минерального питания, присутст- вие ингибиторов, влияющих как на отдельные этапы ППФ, так и на биосин- тез белка РЦ.

При голодании в условиях недостатка элементов минерального питания и невозможности вследствие этого полностью реализовать избыточное количество продуктов световой стадии, в клетках развивается циклический поток электронов, восстанавливающий через цепь хлоропластного дыхания пул пластохинонов, что предшествует разделению зарядов в РЦ фотосистемы 2. В результате происходит обращение части электронного потока на уровне первичных хинонных акцепторов фотосистемы 2 и генерация компоненты флуоресценции хлорофилла с временем жизни ∼ 2 нс [56]. Это отражается в увеличении общей флуоресценции F0 и в соот- ветствующем снижении отношения (5) Fv/Fm. Описанное явление также носит защитный характер, так как сброс избытка возбуждения в виде флуоресценции предотвращает активацию молекул кислорода с образова- нием активных форм, которое не происходит за столь короткое время

Характеристики

Список файлов вопросов/заданий