Диссертация (1141478), страница 12
Текст из файла (страница 12)
Конечнаямасса карбонизированной соломы составила около 15 % от первоначальной. Этоуказывает на то, что все органические вещества соломы полностью превращены вуглерод.Исходя из полученных результатов,оптимальнуютемпературукарбонизации египетской рисовой соломы принимаем 600 °C.Для выбора оптимального способа химической активации рисовой соломыпередтермическойкарбонизацией в муфельнойпечиисследовали подмикроскопом структуры образцы карбонизированной при 600 °C рисовой соломы:необработанных химическими веществами, обработанных гидроксидом натрия игидроксидом калия.Результаты исследования под электронным микроскопом структуры рисовойсоломы после химической активации различными реагентами и последующейкарбонизации в муфельной печи приведены на рисунке 4.7.Из рисунка 4.7а следует, что процесс карбонизации без химическоймодификации рисовой соломы не улучшает свойства пор из-за соединенийкремния, покрывающих поверхность соломы, которые не плавятся притемпературах ниже 1000 °С.
Это указывает на то, что карбонизация безпредварительной химической обработки улучшает свойства продольных каналов врисовой соломе, но не способствует порообразованию, что согласуется с выводами,полученными при карбонизации солнечными лучами.Образование пор на поверхности соломы наблюдается после химическоймодификации рисовой соломы, о чем свидетельствуют изображения b и с нарисунке 4.7.
При сравнении изображений b и c можно отметить, что все щелочныерастворы пригодны для химической активации, но применение гидроксида натрияимеет более высокую эффективность в распределении и увеличении пор в образцахрисовой соломы.78abcdРисунок 4.7 – Изображения различных видов образцов рисовой соломы подмикроскопом после карбонизации при 600 оСa – солома без химической модификации; b, d - рисовая солома после химическоймодификации гидроксидом натрия; с - рисовая солома после химической модификациигидроксидом калияЗатем были определены основные физические характеристики рисовойсоломы после разных способов химической активации и последующейкарбонизации по методикам, указанным в таблице 2.4, также фиксировалисьизменения химического состава образцов методом инфракрасной спектроскопии.Анализ данных таблицы 4.1 показывает, что рисовая солома послехимической активации и карбонизации может быть использована в качествеадсорбента, поскольку наблюдается увеличение количества и площади пор изначения показателей адсорбции по йоду и метиленовому синему по сравнению сданными таблицы 2.4.79Таблица 4.1 – Характеристики карбонизата без и после предварительнойхимической модификации рисовой соломыПоказательКарбонизат соломы безКарбонизат соломы послехимической модификациищелочной активацииВлагосодержание Wa, %0,940,9Зольность Ad, %33,516,9Общая сера Sdt, %0,210,20Адсорбционная активность пойоду F, %Адсорбционная активность поиндикаторуметиленовомусинему МС, мг/гСуммарный объем пор ΣV, см3/гУдельная поверхностьСредний размер частицПористостьТип и размер пор (мкм)13,317,216,859,61,398058 см2/г6,8 мкм52%-14741 см2/г1,7 мкм75%0,6-14,81 (макропоры)Инфракрасная спектроскопия образца b (рисунок 4.7) приведена на рисунке4.8.Рисунок 4.8 – Инфракрасная спектроскопия на основе преобразования Фурье(FTIR) биоуголя РСII, полученного из рисовой соломы80Изучение данных рисунка 4.8 показывает, что гидрофобные функциональныегруппы появляются на биоугле из рисовой соломы в спектральных областях 28003000 см-1 и 1300-1600 см-1 и тесно связаны с гидрофобными функциональнымисоединениями, такими как -C-H-отрезки алкильных групп [142].КачественныйэлементныймикроанализповерхностибиоугляРСII,полученного из рисовой соломы, приведен на рисунке 4.9 и в таблице 4.2.Исследование проводилось на сканирующем электронном микроскопе ModelQuanta 250 FEG с блоком EDX-спектроскопии.Рисунок 4.9 – EDX-спектр биоугля РСII из рисовой соломыПо данным рисунка 4.9 можно заключить, что на поверхности биоугляпроизошло увеличение содержания углерода, этот вывод согласуется срезультатами инфракрасной спектроскопии на основе преобразования Фурье(FTIR), приведенными на рисунке 4.8.Также был определен массовый (Wt) и атомный (At) процент химическогосостава для полученного сорбента РСII.
Значения приведены в таблице 4.2.81Таблица 4.2 – Состав биоугля РСII из рисовой соломыЭлемент CO2Na2O MgO Al2O3 SiO2SO3 Cl2O K2O CaO ∑Wt, %76.76 1.590.440.3413.81 0.66 3.961.08 1.36 100At, %82.92 1.220.520.1610.93 0.39 2.170.54 1.15 100Также была снята рентгенограмма биоугля РСII из рисовой соломы, котораяизображена на рисунке 4.10.Рисунок 4.10 – Рентгенограмма биоугля РСII из рисовой соломыОбразцы рентгеновской дифракции, приведенные на рисунке 4.10,показывают, что пики при 2θ, равные 16 и 22 (характеристики кристаллитовцеллюлозы), в рисовой соломе исчезают, и появляются два новых широких пикапри 2θ: 25–30 и 38–42, свидетельствующих о графитовой структуре биоугля.82Значение пика при 2θ равно 28, что соответствует графиту.
Данныерентгенограммы позволяют сделать вывод, чтоепиролиз рисовой соломы приводитк уменьшению амарфной структуры и, как следствие, к увеличению сорбционныхсвойств.Все вышеприведенныееисследования позволяют прийти к заключению, чторисовая соломаахимически и термически активировонная соответствует по своимхарактеристикам известным сорбционным материалам.В следующей главе будут изучены сорбционные свойства сорбентов,полученных из рисовой соломы после разных способов активации, и будет сделанвывод о возможности применения модифицированной рисовой в качестве сорбентадля очистки оборотной воды в установках рыборазведения.4.5Определение токсичности рисовой соломыПоскольку исследуемая рисовая солома предназначена для очистки вод врыбоводческих хозяйствахнеобходимо установить, не привносит ли новыйполученный сорбент АУ в воду вещества, токсичные и вредные для рыб и растений.Для выяснения этого факта был применен экспериментальный методфитотестирования отходов на семенах высших растений в соответствии срекомендациями СП 2.1.7.1386-03 «Санитарные правила по определению классаопасности токсичных отходов производства и потребления» [143].Эта методика позволяет установить токсичность и класс опасности отходовпо фитотоксической реакции независимо от характера и степени идентификациикомпонентов исследуемого вещества.Данная методика рекомендует проводить фитотестирование отходов,используя в качестве модельного тест-растения семена овса, которые по итогампредварительныхисследованийпоэкологогигиеническойоценкеотходовпроизводства и потребления различного химического состава давали наиболеестабильные и воспроизводимые данные по сравнению с семенами других культур83(горох,огурцы,пшеница,морковьидр.).Вэкспериментотбираютсянеповрежденные (недеформированные) семена овса, всхожесть которых составляетне менее 95 %.Фитотоксичность рисовой соломы оценивается по биологическому действиюееводногоэкстрактанасеменатест-растения.Исходяизпринципаэкстремальности, исследования проводились в условиях прямого контакта тестрастения с экстрактом рисовой соломы, то есть проращивание семян овсаосуществлялось в чашках Петри, куда вносили водный экстракт рисовой соломы.Данный способ воздействия является наиболее удобным и простым в техническомотношении.Подготовка образца рисовой соломы для исследования наефитотоксичностьпроводилась при соблюдении приведенных ниже условий:1) модельной средой (экстрагентом) для экстракции химических веществ изотходов является дистиллированная вода с начальным pH = 6,1–6,3;2) оптимальное соотношение фаз «отход/экстрагент» составляло 1 к 10 иполучено экспериментально в последовательных операциях:2.1) навеску исходной рисовой соломы и активированной различнымиметодами (замораживанием, обработкойереагентами KOH, NaOH, карбонизацией)в количестве 10 г помещали в мерную колбу объемом 100 мл и дистиллированнойводой доводили до метки;2.2) после интенсивного перемешивания колбы с экстрактом рисовой соломыотстаивали при комнатной температуре в течение суток, затем встряхивали втечение 2-х часов на аппарате «Шутель» и фильтровали через фильтр «синяялента»;2.3) рабочие растворы готовили путем последовательного разведенияисходного (нативного) экстракта.Экспериментальные исследования проводили в 3 этапа:1) проверка семян на всхожесть;2) выяснение диапазона фитотоксического действия;3) установление параметров фитотоксичности.84Последовательность выполнения исследований:1) чашки Петри с вложенными в них кружочками фильтровальной бумагистерилизуются и охлаждаются.
На внешней стороне крышек ставится маркировка,включающая наименование пробы (контроль, название тип рисовой соломы) изначение R (коэффициент разведения) = 1;2) в каждую чашку помещается по 25 сухих здоровых семян овса, всхожестькоторых составляет не менее 95 %. При определении процента всхожестисубстратом для проращивания семян служит дистиллированная вода, котораявносится на фильтр в объеме 5 мл. Закрытые чашки термостатируются при 20–23°С в течение 3 суток, после чего подсчитывается процентная доля проросшихсемян;3) в опытные чашки вносят по 5 мл экстракта рисовой соломы, контрольныесемена обрабатываются адекватным количеством дистиллированной воды. Всеобразцы помещаются в термостат на 7 суток;4) по истечении срока экспозиции измеряют длину корней проростков вконтрольных и опытных пробах, причем объектом измерения у каждой семечкиявляется корень максимальной длины.Затем проводится статистическая обработка полученных экспериментальныхданных.Определениефитотоксическогоэффектаосуществляетсяпутемсопоставления показателей тест-функции Lcp контрольных и опытных семян.Величина показателя Lcp контрольных и опытных семян вычисляется как среднееарифметическое из совокупности данных о длине корней проростков по формуле[143]: =Ʃ ,где ∑Li – суммарная длина максимального корня каждого семени, мм;n – общее количество семян, взятых в опыт.Величина эффекта торможения определяется по формуле:(3.2)85 = − оп.
100 %,(3.3)где Ет – эффект торможения, %;Lоп – средняя длина корней в опыте, мм;LK – средняя длина корней в контроле, мм.Если значение Lср(оп) больше или равно значению Lcp(K), то неблагоприятноедействие отхода отсутствует.Фитотоксическое действие считается доказанным, если значение эффектаторможения Ет составляет 20 % и более.Полученные в результате опытов значения Lcp приведены на рисунке 4.11.Рисунок 4.11 – Значения (Lcp - средняя длина корней) для исходной иактивированной рисовой соломы86В таблицу 4.3 сведены результаты эксперимента по определениюфитотоксичности рисовой соломы.Таблица 4.3 – Результаты эксперимента по определению фитотоксичностирисовой соломыИзображениерезультатов Характеристики и результаты экспериментаэкспериментаКонтрольная пробаРазведение экстракта, RСредняя длина корней проростков,18,92Lср, ммLср, %Фитоэффект, ЕT, %Тест-реакция10000,00КонтрольЭкстракт исходной рисовой соломыРазведение экстракта, RСредняя длина корней проростков,16,10Lср, ммLср, %68,39Фитоэффект, ЕT, %31,61Тест-реакцияЭффектторможенияЭкстракт рисовой соломы после замораживанияРазведение экстракта, RСредняя длина корней проростков,122,1Lср, ммLср, %247,46Фитоэффект, ЕT, %-147,76Тест-реакцияНорма87Экстракт рисовой соломы после обработки KОHРазведение экстракта, RСредняя длина корней проростков,133,10Lср, ммLср, %371,08Фитоэффект, ЕT, %-271,08Тест-реакцияНормаЭкстракт рисовой соломы после обработки NaOHРазведение экстракта, RСредняя длина корней проростков,112,32Lср, ммLср, %138,12Фитоэффект, ЕT, %-38,12Тест-реакцияНормаЭкстракт рисовой соломы после карбонизации в муфельной печиРазведение экстракта, RСредняя длина корней проростков,110,8Lср, ммLср, %121,08Фитоэффект, ЕT, %-21,08Тест-реакцияНормаДанные рисунка 4.11 и таблицы 4.3 показывают, что активированнаяразличными способами рисовая солома не создает вредного или токсическогоэффекта, поскольку в результате эксперимента не выявлено отрицательное влияниеспособов активации и карбонизации рисовой соломы на скорость прорастаниякорней в семенах овсах.
![](https://s.studizba.com/z.php?f=/templates/si/i/noavatar.png&w=100&h=100&t=1"){kind=avatar}
