Диссертация (1149296), страница 14
Текст из файла (страница 14)
0.00350.11.70±0.0522±131 ± 2ДНК – 23 соед. 0.00300.11.65±0.0521±132 ± 2КомплексДНКВеличина отношения Петерлина не зависит от контурной длинымакромолекулы. Его увеличение при образовании комплекса может быть вызваноростом термодинамической жесткости и/или увеличением средней оптическойанизотропии мономерного звена за счет присоединения молекулы лиганда. Длярасчета средней оптической анизотропии мономерного звена комплекса приинтеркаляционномибороздочномсвязываниилигандаиспользовалисоотношения (2.41) и (2.42), соответственно.Угол ориентации плоскости хромофора лиганда относительно оси сегментамакромолекулы β в случае интеркаляции равен нулю, так как плоскостьинтеркалировавшеговдвойнуюспиральхромофорарасполагаетсяперпендикулярно оси двойной спирали ДНК. В случае связывания в малойбороздке, этот угол равен 450 [120].
Оптическую анизотропию мономерного звенасвободной ДНК и молекулы лиганда в ее собственных осях приближеннорассчитывали, пользуясь схемой тензорной аддитивности поляризуемостей97валентных связей [144]. При r = 0.1 в обоих случаях изменение среднейоптической анизотропии мономерного звенанезначительно: для моделиинтеркаляции это соотношение равно 1.04, а для модели бороздочногосвязывания – 1.035.
Следовательно, основное изменение оптической анизотропиимакромолекулыприобразованиитермодинамической жесткости.комплексавызваноувеличениемОтносительное изменение длины куновскогосегмента Ar/A0 при образовании комплекса рассчитывали по формуле (2.40).Относительное изменение контурной длины вычисляли по формуле (2.43).Результаты расчета этих величин для интеркаляционной и бороздочноймоделей связывания, а также теоретическое значение относительного измененияконтурной длины для этих моделей представлены в таблице 4.6.Табл. 4.6. Изменения макромолекулярных параметров ДНК при образованиикомплексов, рассчитанные теоретически и из экспериментальных данных длямодели интеркаляции и бороздочного связывания (r=0.1)(Аr/A0)экспКомплексДНК– 12ДНК– 17ДНК– 21ДНК– 22ДНК– 23rИнтерк.(Lr/L0)эксп(Lr/L0)теорБорозд.Интерк.Борозд.Интерк.Борозд.0.1 1.11±0.051.11±0.051.09±0.051.09±0.051.110.1 1.11±0.051.11±0.051.09±0.051.09±0.051.110.1 1.22±0.051.22±0.050.99±0.050.99±0.051.110.1 1.15±0.051.15±0.050.99±0.050.99±0.051.110.1 1.18±0.051.19±0.051.02±0.051.02±0.051.1198Оказалось, что только в случае взаимодействия с ДНК соединений 12 и 17изменение контурной длины макромолекулы соответствует модели интеркаляции.В остальных случаях контурная длина практически не меняется, что указывает нанеинтеркаляционный способ связывания.
Можно предположить, что данныесоединения связываются с ДНК по одной из бороздок двойной спирали.ВыводыВсе исследованные производные бензоимидазофталазина, имеющие вположении R1 заместитель пиперидин, пиперазин, а также соединение с остаткомморфолина в R1 и без громоздкого заместителя в положении R2 взаимодействуютс молекулой ДНК, на что указывают изменения в спектрах поглощения.Отсутствие изменений в спектрах поглощения и КД у соединений с остаткомморфолина в R1 и имеющими громоздкий заместитель в положении R2 говорит оботсутствии связывания лигандов с молекулой ДНК в условиях проводимыхэкспериментов.Соединения 21-23, содержащие в положении R1 остаток пиперазина приСФТ имеют в спектрах гипохромный эффект и батохромный сдвиг.
Спектрыпоглощения и КД соединений дают возможность предположить существованиевторичного связывания при увеличении соотношения концентраций лиганд/ДНКдо 1 и выше, данный тип связывания носит, скорее всего, агрегационныйхарактер.Соединение с морфолиновым заместителем без громоздкого заместителя вположении 2 (соед.17) связывается с ДНК одним способом.При образовании комплексов при Слиг/CДНК= 0.1 у этих соединенийнаблюдается увеличение вязкости одновременно с увеличением оптическойанизотропии макромолекулы.
Теоретический расчет для разных моделей показал,чтоувеличениевязкоститермодинамическойпроисходитжесткости,привэтомосновномзавозрастаниясчетувеличенияконтурнойдлины99макромолекуынепроисходит.Следовательно,данныесоединениявзаимодействуют с ДНК бороздочным способом.Взаимодействие с ДНК соединений 12 и 17 при С/С = 0.1 вызывает такое жеувеличение характеристической вязкости, как и в случае пиперазиновыхпроизводных.Однакоизменениетермодинамическойжесткостицепимакромолекулы при связывании этих соединений с ДНК заметно меньше. Расчетпоказывает, что имеет место увеличение контурной длины макромолекулы, иданные соединения взаимодействуют с ДНК интеркаляционным способом.При связывании с ДНК соединений 13-16 ее характеристическая вязкость неменяется, что говорит об отсутствии изменений в ее макромолекулярнойструктуре при образовании комплекса.Таким образом, незначительные изменения в структуре (размер и природазаместителя) оказывают влияние на способ связывания лиганда и на изменениеконформации макромолекулы при образовании комплекса.Из всех исследованных производных бензоимидазофталазина только дваявляются интеркаляторами в условиях эксперимента.
Наличие громоздкогогидрофобногохромофоразаместителяпрепятствуетПиперазиновыйвегозаместительположении2интеркаляциивположениибензоимидазофталазиновогов1двойнуюспиральДНК.бензоимидазофталазиновогохромофора способствует связыванию соединения в одной из бороздок ДНКнезависимо от наличия громоздких гидрофобных заместителей в положении 1хромофора.Исследование производных бензоимидазофталазина показывает, что способсвязывания лиганда с ДНК можно определить только используя несколькокосвенных методов параллельно. Ни спектры поглощения, ни изменениявязкости, ни знак ИКД не позволяют сделать однозначный вывод о способесвязывания.100ЗаключениеВ настоящем исследовании было изучено взаимодействие молекулы ДНК срядом низкомолекулярных соединений, являющихся новыми синтетическимианалогамибиологическиактивныхалкалоидовизохинолиновогоибензоимидазофталазинового рядов.1.
С помощью методов спектрофотометрии (СФТ) и микрокалориметрии(ИКТ) получены термодинамические параметры взаимодействия производныхизохинолина с молекулой ДНК: константы связывания, энтальпия и энтропиявзаимодействия. Все исследованные производные изохинолина образуют смолекулой ДНК равновесные обратимые комплексы. В условиях низкой ионнойсилы (μ=0.001) первичное мономерное связывание пирроло-изохинолинов носитэнтальпийный характер, в то время как у индольных производных изохинолина –в основном энтропийный характер (за исключением соединения 7 с энтальпиейпервичного связывания, близкой к 0). Показано, что различия в способеприготовления растворов, существующие при использовании этих методов, могутприводить к заметной разнице в значениях констант связывания, полученныхметодом СФТ и ИКТ.ТермодинамикавзаимодействиямолекулыДНКспроизводнымибензоимидазофталазина исследовалась методом СФТ.
Спектральное поведениеэтих соединений в присутствии ДНК существенно зависит от химическойструктуры заместителей хромофора. На способность к образованию обратимыхравновесных комплексов бензоимидазофталазинов с молекулой ДНК оказываетвлияние природа заместителя вдоль длинной оси хромофора и наличиегромоздкого гидрофобного заместителя вдоль короткой оси хромофора.2. Для определения способа связывания изученных соединений с молекулойДНК были получены молекулярные растворы их комплексов заданнойстехиометрии. Комплексы получали путем прямого смешивания исходныхрастворов ДНК и лигандов, заданной концентрации. Исходные концентрацииреагентов определяли на основе данных СФТ, а также результатов исследования101гидродинамическогоповедениярастворовкомплексовДНКсранееисследованными производными актиноцина в зависимости от концентрацийисходных растворов.В результате исследования гидродинамического поведения растворовкомплексов ДНК с производными актиноцина был обнаружен новый, ранеенеописанный способ связывания этих соединений с макромолекулой.
Приприготовлениирастворовкомплексоввусловияхперекрываниямакромолекулярных клубков, производные актиноцина, содержащие в амидныхгруппахпротонированныедиэтиламино-группировкиобразуютмежмолекулярные сшивки при очень незначительном содержании лиганда врастворе (Слиг≈10-7М, r<0.02).3.Для определения способа связывания исследованных соединений смолекулойДНКиспользовалиметодывискозиметрии,ДЛПиспектрополяриметрии.
На основании изменения характеристической вязкости иоптической анизотропии ДНК при связывании с лигандом определяли наличиеизмененийвмакромолекулярныхпараметрахДНК,термодинамическойжесткости и контурной длины. Изменения в контурной длине макромолекулысвидетельствуют об интеркаляции хромофора лиганда в двойную спираль ДНК.1) Таким образом было установлено, что пирроло-изохинолины (соед. 9-11)связываютсясДНКспособомчастичнойинтеркаляции,аналичиедополнительного заряда на заместителе (соед.
11) приводит к возникновениювторичного внешнего способа связывания.2)Индольные производные изохинолина, не содержащие метильнойгруппы на индольном заместителе (соед. 6 и 8) интеркалируют в двойную спиральСоед. 7 связывается с ДНК в одной из бороздок двойной спирали.ДНК.ВторичноевнешнеесвязываниевозникаетпривзаимодействииДНКссоединениями 7 и 8.3)В ряду производных бензоимидазофталазинов интеркаляторамиявляются только два соединения, не содержащие громоздких заместителей вдолькороткой оси хромофора (соед.
12 и 17). При этом пиперидиновые производные,102имеющиетакойзаместительнеинтеркаляционным(соед.способом,а13-16),взаимодействуютморфолиновыеспроизводныеДНКссоответствующим заместителем не образуют комплексов с молекулой ДНК.Пиперазиновые производные бензоимидазофталазинов связываются с ДНК водной из бороздок двойной спирали, увеличивая ее термодинамическуюжесткость, независимо от наличия громоздкого гидрофобного заместителя вдолькороткой оси хромофора.Сравнительный анализ полученных результатов позволяет сделать4.следующие заключения о зависимости способа связывания от химическойструктуры исследованных соединений.1) На способ связывания индольных производных изохинолинаоказываетвлияниеположениеметильнойгруппы.Препятствиемдляинтеркаляции соединения служит наличие метильной группы на индольномкольце (соед.
![](https://s.studizba.com/z.php?f=/templates/si/i/noavatar.png&w=100&h=100&t=1"){kind=avatar}
