Диссертация (1154473), страница 12
Текст из файла (страница 12)
Это отражается на ускорениискорости роста микроводорослей. Было установлено, что ГК воздействуют насостояние фотосинтетических мембран клеток (NPQ). Таким образом, измерениеизменений эффективности процессов фотосинтеза по параметрам индукциифлуоресценции является чувствительным методом, который может бытьпредложендляоценкигуминсодержащих препаратов.разрабатываемыхдлянародногохозяйства773.2. Начальные нарушения фотосинтетического аппарата у микроводорослиPhaeodactylum tricornutum в присутствии ионов хромаСоединения хрома, в том числе хромат-ионы, которые находят в составесточных вод многих предприятий, являются токсичными для водных экосистем.Ионы хрома широко применяются в металлообрабатывающей, кожевенной,текстильной, химической, лакокрасочной, пиротехнической промышленности,также они рекомендованы в биотестировании (Терехова с соавт., 2006). Ранеепоказано, что при действии этого токсиканта на микроводоросли наблюдаетсянарушение механизмов согласования процессов метаболизма клеток, подавлениедвигательной активности микроводоросли, снижение их численности (Giloni-Limaet al., 2010), снижение концентрации хлорофилла и нарушение фотосинтеза (Rai etal., 2004; Rodriguez et al., 2007; Rocchetta, Kupper, 2009).
Показано, что приингибировании фотосинтеза ионами хромата нарушения могут затрагиватьреакции второй фотосистемы (ФС II) (Ali et al., 2006; Appenroth et al., 2001; Diduret al., 2013; Horcsik et al., 2007).Нами были проведены исследования по влиянию ионов хрома на скоростьроста и параметры быстрой и замедленной флуоресценции, а также редокссостояния Р700 морской микроводоросли Phaeodactylum tricornutum. Прииспользовании прямого счета клеток в камере Горяева выявили, что ионы хромамогут сильно ингибировать скорость роста морской микроводоросли P.tricornutum, начиная с концентрации 2,5 мг/л (Рисунок 22). При концентрацииионов хрома 5 мг/л отмечалось 50%-ное ингибирование роста культур (Рисунок23).
Ингибирование роста при действии солей хрома ранее отмечалось уразличных пресноводных водорослей (Ali et al., 2006; Khalida et al., 2012).Снижение скорости роста и синтеза хлорофилла были показаны и для водныхвысших растений Spirodela polyrhiza и Vallisneria spiralis (Appenroth et al., 2001;Vajpayee et al., 2001).7812,000,000Количество клеток, кл/мл110,000,0008,000,00026,000,00034,000,00042,000,000001234567Время культивирования, суткиРисунок 22. Изменение прироста численности клеток (N) P.
tricornutum втечение 7 суток инкубации в зависимости от концентрации K2Cr2O7. 1 – контроль,2 – 2, 5 мг/л, 3 – 5 мг/л, 4 – 10 мг/л.Результаты экспериментов показали, что тест-функция прироста численностиклеток водорослей (N) и показатели флуоресценции (FО), хорошо согласуютсядруг с другом с коэффициентами корреляции не меньше 0,9 (Рисунок 24). Этотфакт подтверждает возможность использования показателя флуоресценции (FО)для биотестирования соленых вод с использованием микроводоросли P.tricornutum в качестве тест-объекта (Габбасова с соавт., 2017). Использованиепоказателя флуоресценции (FО) для биомониторинга и биотестирования ранеебыло предложено для культур пресноводных водорослей (Федосеева с соавт.,Процентное соотношение, %2016) и фитопланктона (Matorin et al., 2013).120N F0100806040200контроль2,551015Концентрациии ионов хрома, мг/л2579Рисунок 23.
Изменение прироста численности клеток (N) и значенияфлуоресценции (FО) микроводоросли P. tricornutum через 72 ч инкубации взависимости от концентрации K2Cr2O7 (в % от контроля).Количество клеток, кл/мл9000000R² = 0,981780000007000000600000050000004000000300000020000001000000005001000150020002500FoРисунок24.Корреляциячисленностиклеток(N)ипоказателяфлуоресценции (FО) микроводоросли P. tricornutum в опытах по действию ионовхрома в течение 72 ч (Габбасова с соавт., 2017).На рисунке 25 приведены спектры поглощения P. tricornutum послевоздействия различных концентраций хромат-ионов. Эти спектры нормированына красный максимум поглощения хлорофилла а при 678 нм.
Спектрыконтрольныхмикроводорослейбылитипичнымидлядиатомовыхмикроводорослей с наличием максимумов при 640 (хлорофилл с) и 678 нм(хлорофилл а) (Raven, Falkowski, 1999). При инкубации менее 24 ч у клеток вприсутствии хромат-ионов не отмечалось изменений в спектрах. Однако приболее длительной инкубации фиксировали относительное увеличение поглощенияв области каротиноидов (430– 480 нм) по сравнению с контролем, что обычнопроисходит при действии стрессовых факторов. Количество хлорофилла снезначительно снижалось только при высоких концентрациях хромат-ионов(выше 20 мг/л).Флуоресцентные методы дают подробную информацию о начальныхнарушениях активности фотосинтетического аппарата.
Измерение соотношенияинтенсивности флуоресценции при насыщающем фотосинтез свете (FM) и вусловиях, не вызывающих изменений состояния фотосинтетического аппарата80(FO) (низкая интенсивность света), позволяет определить максимальнуюэффективность процессов ФС II, которая равна (FM – FO)/FM = FV/FM.
ПараметрFV/FMпредставляетсобойбезразмернуюэнергетическуюхарактеристикуфотосинтеза, аналогичную коэффициенту полезного действия. Проведенныеисследования P. tricornutum показали, что максимальный квантовый выходпервичных фотохимических реакций FV/FM у контрольных клеток находится навысоком уровне (0,67) (Таблица 3). Напротив, при действии различныхконцентраций хромат-ионов уже через несколько часов инкубации наблюдалиснижение этого параметра. Изменения FV/FM происходили, главным образом, засчет уменьшения амплитуды максимальной флуоресценции FM.Рисунок 25.
Спектры поглощения клеток микроводоросли P. tricornutum придействии различных концентрациях K2Cr2O7: 1- контроль, 2 – 6 - клеткиинкубировали 72 ч в присутствии K2Cr2O7 (2,5; 5; 10; 15; 25 мг/л, соответственно).Спектры нормированы на красный максимум хлорофилла а при длине волны 678нм (Габбасова с соавт., 2017).Следует отметить, что при коротком времени (в течение несколько часов)инкубации водорослей с хромат-ионами FO и, соответственно, количество клетокмало изменялись. При этом практически не изменялись спектры поглощениясуспензий микроводорослей, что свидетельствует об отсутствии влияния напигментный аппарат. Поэтому изменения в фотосинтетической активности по81FV/FM позволяют зарегистрировать эффект на ранних стадиях токсическоговоздействия (Габбасова с соавт., 2017).Для детальной оценки изменений фотосинтетической активности в клеткахP. tricornutum были одновременно измерены индукционные кривые быстрой изамедленной флуоресценции, а также редокс-состояния Р700 в миллисекундноминтервале времени (Рисунок 26).Таблица 3.
Параметры индукции флуоресценции микроводоросли P.tricornutum после 24 часовой инкубации K2Cr2O7 (2,5; 5; 10; 15; 25 мг/л). Втаблице представлена медиана выборки при n=5, уровень значимости отличийпринят за P<0,05 (*). % – процентное изменение от контроля.Параметр контрольFV/FM0,67(100%)FV/FО1,6(100%)MО0,76(100%)φEo0,36(100%)PIABS0,74(100%)ABS/RC3,0(100%)DIО/RC1,2(100%)qE1,6(100%)VK0,10(100%)Нарисунке262,5 мг/л0,63(94%)1,3*(81%)0,87*(115%)0,29*(81%)0,39*(53%)3,5*(117%)1,4*(117%)1,7(106%)0,11*(110%)А5 мг/л0,62(93%)1,2*(75%)0,87*(115%)0,30*(83%)0,41*(55%)3,7*(123%)1,7*(142%)1,8(112%)0,12*(120%)представлены10 мг/л0,59(88%)1,1*(69%)0,97*(127%)0,31*(86%)0,40*(54%)3,8*(127%)1,8*(150%)1,8(112%)0,12*(120%)кинетические15 мг/л0,34*(51%)1,1*(69%)0,94*(124%)0,28*(78%)0,33*(45%)3,8*(127%)1,8*(150%)1,9*(119%)0,13*(130%)кривые25 мг/л0,30*(45%)1,1*(69%)1,0*(132%)0,27*(75%)0,29*(39%)3,8*(127%)1,8*(150%)1,9*(119%)0,14*(140%)индукциифлуоресценции (OJIP), нормированные по уровню FO.
У контрольных клетоккривая флуоресценции соответствовала кривой, описанной в литературе (Lazar,2006; Strasser et al., 2010). В кинетике индукции флуоресценции в ответ на светвысокой интенсивности обычно наблюдается несколько стадий, известных как82OJIP переходы (Strasser et al., 2010). Начальный уровень О соответствуетинтенсивности флуоресценции хлорофилла при “открытых” РЦ ФС II (FO), когдавсе QА окислены.Фаза O – J обусловлена светоиндуцированным восстановлением QА, тогдакак следующие фазы отражают, главным образом, дальнейшее накоплениевосстановленного QА, обусловленное снижением его реокисления в результатевосстановления акцепторов QB и пула хинонов.
Для проведения количественногоанализа характеристик первичных процессов фотосинтеза на основе параметровкинетической кривой OJIP использовали “JIP-тест” (Рисунок 26 А), параметрыкоторого описаны в разделе “Материалы и методы”. Амплитуда фазы JIP,нормированная к амплитуде OJ или OP, может характеризовать вероятностьэлектронного транспорта с QА в пул пластохинонов (ПХ) (Strasser et al., 2010),которая зависит, прежде всего, от концентрации QB-невосстанавливающихсяцентров ФС II.
Время достижения максимального выхода флуоресценции P (F M)зависит от скорости восстановления ПХ пула и также отражает концентрацию QBневосстанавливающихся центров (Strasser et al., 2010). При действии хроматионов изменялась форма кривой OJIP и наблюдалось снижение вкладафотохимической фазы J–I–P (Рисунок 26 А), что свидетельствует о нарушениипотока электронов (φEo) от ФС II в пул хинонов (Таблица 3) (Lazar, 2006).Квантовый выход электронного транспорта в ФС II (φEo) у клеток в присутствиихромат-ионов снижен.
То есть одно из первых мест воздействия соединенийшестивалентного хрома локализовано на акцепторной части ФС II (Габбасова ссоавт., 2017). Это находится в согласии с работой (Prasad et al., 1991), где вопытахсдобавлениемэкзогенногодонораэлектроновФСIIи2,6-дихлорфенолиндофенола показано повреждение этого участка в присутствиеионов хрома.83А1.6контроль2,5 мг/л5 мг/л10 мг/л15 мг/л25 мг/лPIБФ, отн.ед.1.20.8J0.4O00.010.1110100100010000Время, мс2800контроль2,5 мг/л5 мг/л10 мг/л15 мг/л25 мг/лБI1ЗФ, усл.ед.2100I21400I3I4700I5I60110100100010000Время, мсконтроль2,5 мг/л5 мг/л10 мг/л15 мг/л25 мг/лВ1.001Δ820, отн.ед.P700+10.9990.9980.010.1110Время, мс100100084Рисунок26.Индукционныекривыебыстройфлуоресценции(А),замедленной флуоресценции (Б) и кинетики окисления и восстановления Р700 (В)у микроводоросли P.
tricornutum при действии различных концентраций K2Cr2O7 втечение 24 ч: Быстрая флуоресценция нормирована на FO. Интенсивностьдействующего красного света 1300 мкмоль квантов·м-2·с-1.Параметр PIABS является показателем функциональной активности ФС II,отнесенный к поглощаемой энергии. Это параметр имеет более высокиепоказатели у контрольных клеток по сравнению с клетками в присутствиихромат-ионов.
![](https://s.studizba.com/z.php?f=/templates/si/i/noavatar.png&w=100&h=100&t=1"){kind=avatar}
