Автореферат (1140692), страница 2
Текст из файла (страница 2)
микробных тел10в 1 мл. В ассоциации в равновесном соотношении содержались патогенныевозбудители разной групповой принадлежности:грамположительные бактерии – Staphylococcusaureus S7 (клиническийштамм);грамотрицательные палочки – Escherichiacoli ATCC 8739 (стандартныйштамм, используемый для тестирования антимикробной активности)Pseudomonasaeruginosa (1 мл взвеси – 108 КОЕ)В зависимости от вида обработки, используемой для лечения ран, выполнено5 групп экспериментов по 6 животных в каждой.Методика и порядок проведения ФДТЖивотных наркотизировали в/м введением 150 мл смеси растворовзолетила и рометара в расчетных концентрациях.С поверхности кольца снимали защитную пленку. Если в полостикольца присутствовал экссудат, его удаляли стерильным тампоном.
Послечего на раневую поверхность наносили раствор или гель изучаемогофотосенсибилизатора в количестве 1,5 мл:1. Водный раствор препарата «Фотодитазин»2. Комплекс «Фотодитазина» с плюроником F1273. Комплекс «Фотодитазина» с плюроником F127 и наночастицами золота(1,8%) и КМЦ4. Комплекс «Фотодитазина» и хитозаном (2,7%).Послеаппликациифотосенсибилизаторараневуюповерхностьнакрывали салфеткой и животных помещали в темный бокс. Через 15 минначинали фотообработку ран.Сеансы ФДТ ран проводили, используя в качестве источникаизлучения полупроводниковый лазер с длинной волны излучения 661 нм,выходная мощность – 0,1-2 Вт.Дноранысрасстояния1-2смотповерхностиоблучалирасфокусированным лучом (диаметр пятна облучения ≈ 0,5-0,8 см, с11плотностью мощности 1 Вт/см2), сканирующими круговыми перемещениямисветовода в течение 1 минуты. Плотность энергии составляла 30 Дж/см2.Методика гистологических исследованийВо второй части эксперимента использовано 30 крыс, которых вывели изэксперимента а 3и сутки после инфицирования и после второго сеанса ФДТ.Изъятыйматериалфиксировалив10%растворенейтрального(забуференного) формалина.
После 3-х суток фиксации из биоптата (вдольдиаметра от края до края иссечённого пласта ткани) вырезали полоскушириной ≈ 0,5-0,6 см и заливали в парафиновые блоки по стандартнойметодике. Парафиновые срезы 4-5 микрон окрашивали гематоксилином иэозином, пикрофуксином по Ван-Гизону (для выявления коллагеновыхволокон). При просмотре микропрепаратов получали изображения не менее 5полей зрения в каждом препарате. Полученные данные обрабатывалистатистически.Методы статистической обработкиСтатистический анализ проводили с использованием стандартногопакетапрограммSPSSforWindows21.0.Анализироваличастотувстречаемости оценок признаков у животных разных групп с использованиемтаблиц сопряженности.
Уровень значимости различий p был принят равным0,05. Во всех случаях использовали двусторонние тесты.Микробиологические исследованияИсследования проводили в дни сеансов ФДТ (на 1-е и 3-и сутки посленанесения и инфицирования раны). Перед проведением засветки из каждойраны были взяты мазки с целью определения инициальной микробнойобсемененности. Повторное взятие мазков производилось непосредственнопосле проведения сеанса ФДТ.12Методика планиметрических исследованийВ третьей части эксперимента на4-е сутки после нанесения раны и еёинфицирования(следующиесуткипослепоследнегооблучения)фиксирующие кольца из ран удаляли.
Дальнейшее заживление ран шло подструпом.На 10, 14, 17 сутки после снятия кольца (14, 18, 21) сутки послеоперации нанесения раны) измеряли площадь ран, обводя их контуры наплотном прозрачном материале (отмытая рентгеновская плёнка. После этогорассчитывали площадь раны по формуле площади круга πD2. Полученныеданные обрабатывали статистически.Результаты бактериологического исследованияПри первичном изучении микробной обсемененности крыс в каждойэкспериментальнойгруппебылоустановлено,чтоконцентрацияStaphylococcusaureus в среднем составила 3,25 + 0,05х106 Е а Escherichia coliиPseudomonasaeruginosa4,20+0,05х106Е.Измерениемикробнойобсемененности производилось дважды на каждом этапе эксперимента.Через 24 часа после инфицирования (перед 1-м сеансом ФДТ инициальнаяконтаминация ран во всех группах животных была одинаковой и составиладлякокковойфлоры:3,00±0,05Ех106–3,80±0,05Ех106идляграмотрицательных палочек: 2,80±0,05Ех106 – 5,00±0,05Ех106.Вконтрольнойгруппепервичнаяобработкаранрастворомхлоргексидина привела к уменьшению числа грамотрицательных палочек до4,20±0,05Ех104 (рисунок 1Б), но не повлияла на присутствие стафилококковповторная обработка ран хлоргексидином также не привела к снижениюуровня обсеменённости, как кокковой так и палочковой флоры, посравнению с исходным (до начала 2-ой обработки) уровнем.
Следуетотметить уровень летальности в этой группе – 33,3%.13Во всех опытных группах после 1-го сеанса ФДТ присутствиестафилококков уменьшилось в 1,5-2 раза. То же можно видеть и в отношенииграмотрицательных палочек. Кроме показателей в III группе, где в качествефотосенсибилизатора использован комплекс фотодитазина с плюроником. Впосевах из ран в этом случае число проросших колоний было меньше 10бактерий/мл (<1.0Eх10).
Обращает на себя внимание, что эта закономерностьнаблюдалась и после 2-го сеанса ФДТ с комплексом «фотодитазинплюроник», что позволяет говорить об избирательности этого видафотохимического воздействия в отношении Грамм - отрицательной флоры.При сравнении уровня общей обсемененности ран с помощью парногокритерия Стьюдента к логарифмированным значениям КОЕ/мл, (lg КОЕ/мл)с последующей поправкой Холмагорова - Бонферрони было полученодостоверное снижение бактериальной обсемененности ран в группе V, где вкачествефотосенсибилизатораиспользоваликомплекс«фотодитазин-плюроник-хитозан». После 2-го сеанса ФДТ кокковая флора с поверхностиран практически не высевалась: число КОЕ/мл было <1.0±0,05Eх10 (lgКОЕ/мл = 1).
Высеваемость грамотрицательных палочек уменьшилась вдвое:до обработки число КОЕ/мл до обработки составляло 1,80±0,05Ех104 (lgКОЕ/мл = 4,2552 ). А после обработки –1,30±0,05Ех102 (lg КОЕ/мл = 2,1139)соответственно.Макроскопическая оценка клинической картины состояния ранНа следующие сутки после моделирования ран и их заражения общеесостояние животных можно оценить как среднетяжелое. Животные вялые,малоподвижные, у части из них отмечаются сукровичные выделения из носа.Раны у всех животных имеют признаки развивающегося нагноения. Вполостикольцаотмечаетсяскоплениежидкогофибринозно-геморрагического экссудата, у некоторых животных экссудат отсутствовал.Днораныповсейплоскостивыстланотонкимслоемфибрина,утолщающегося у краёв раны по стенкам кольца.
Подлежащие ткани отечны14и имеют синюшный оттенок. Перифокальная реакция выражена умеренно:кожные края незначительно отечны, плотная инфильтрация не наблюдается,гиперемия незначительна.В этот срок в четырёх опытных группах (II-V) проведен 1-й сеанс ФД терапии по описанной выше методике, в контрольной группе (I) раныобработаны раствором хлоргексидина. Во всех группах у каждого животногоотбирали мазки раневого экссудата для микробиологического исследования вописанном выше порядке. Обращало на себя внимание, что в процессефотоактивации (засветки) у ряда животных в мягких тканях на дне ранпоявлялись очаги петехиальных кровоизлияний.
Особенно выраженным (у 4х животных из 6) это явление было в IV группе, где использован комплекс«фотодитазин-плюроник с наночастицами золота и КМЦ». В меньшейстепенипоявлениемелкоочаговыхкровоизлиянийнаблюдалосьприиспользовании чистого фотодитазина (группа II) – у 2-х животных икомплекса «фотодитазин-плюроник» (III группа) – у 1-го животного. В Vгруппе при использовании комплекса «фотодитазин-хитозан» тоже лишь у 1го животного появились единичные мелкоточечные петехии.На следующие сутки после первого сеанса ФДТ (2-е сутки послеоперациииинфицирования)уживотныхI(контрольной)иIV(«фотодитазин-плюроник-Au-КМЦ») групп отмечалось ухудшение общегосостояния.
В обеих этих группах пало по одной крысе. На 3-и сутки общеесостояниеживотныхIIIIIиVгруппможнооцениватькакудовлетворительное, они стали более активными. Лишь у 3-х животных (по 1в каждой группе) оставались выделения из носа. В I (контрольной) группеобщее состояние животных оставалось среднетяжелым. Пала ещё 1 крыса, укоторой отмечались проявления диареи. В IV группе («фотодитазин плюроник - наночастицы золота, КМЦ») общее состояние животных попрежнемутяжелое,животныевялые,непроедаюткорм,имеютсявыраженные признаки обезвоживания. В этой группе пало ещё 2 крысытакже с явлениями диареи.15В этот срок стали заметными и местные отличия в состоянии ран.
Уживотных IIIII и V групп: уменьшилось количество экссудата. У животных Vгруппы (комплекс «фотодитазин -хитозан») лишь у 3-х в полости кольцажидкий мутноватый серозный экссудат присутствовал в небольшомколичестве (около 0,5 мл), у остальных его было ещё меньше. Дно раны былопокрыто слоем фибрина, более толстого и рыхлого по краям раны, у стеноккольца. В группах II (фотодитазин) и III (комплекс «фотодитазинплюроник») в ранах всех животных обнаруживалось умеренное количество(≈ 0,8 мл) жидкого серозно-геморрагического экссудата.
При этом в группе сводным раствором фотодитазина (гр. II) геморрагический характер экссудатабыл более выражен, чем в группе III (комплекс «фотодитазин-плюроник»),где он обнаруживался лишь у 2-х животных, у остальных 4 животных этойгруппы в ранах присутствовал мутный экссудат желтовато -розового цвета.Отечность кожных краев ран заметно уменьшалась, гиперемия исчезла. В IVгруппе («фотодитазин -плюроник -наночастицы золота, КМЦ») раны уоставшихся в живых животных имели «сухой» вид. Возможно, это связано собщим обезвоживанием. На их поверхности присутствовало незначительноеколичество (менее 0,5 мл) густого мутного экссудата с геморрагическимпрокрашиванием.
Дно ран покрыто тонкой красновато-бурой пленкойплотного фибрина. Перифокальный отёк отсутствует, кожа бледная,холодная на ощупь. В I (контрольной) группе во всех ранах ещеприсутствовал экссудат в достаточном количестве, более 0,5 мл, причем у 2животных он имел явно гнойный характер: был мутный слизеподобный, снеприятным запахом; у 3 остальных экссудат был более жидкий,фибринозно-геморрагический.
![](https://s.studizba.com/z.php?f=/templates/si/i/noavatar.png&w=100&h=100&t=1"){kind=avatar}
