90670 (Анестезия у экспериментальных животных)

РЕФЕРАТ

ТЕМА:

АНЕСТЕЗИЯ У ЭКСПЕРИМЕНТАЛЬНЫХ ЖИВОТНЫХ

План:

Вступление

1. Оценка исходного состояния животного как объекта для общей анестезии.

2. Фармакологические средства, применяемые для общей анестезий у экспериментальных животных.

3. Препараты, используемые для анестезиологического пособия у экспериментальных животных

Список литературы

Вступление

Прогресс современной медицины во многом обязан экспериментальным исследованиям. В полной мере это относится к хирургии, анестезиологии и реаниматологии, бурное развитие которых немыслимо без многочисленных сложнейших острых опытов. Тем не менее, клиническая анестезиология все еще значительно опережает разработку методов анестезии у экспериментальных животных.

В нашей стране и за рубежом запрещено проведение опытов без адекватной анестезии, в условиях тотальной миорелаксации без обезболивания и др. Авторы, публикуя свои результаты, должны указывать не только вид и количество использованных животных, но и применявшиеся виды обезболивания и эвтаназии.

Вместе с тем опыт высококвалифицированного анестезиолога-клинициста часто оказывается недостаточным для решения задач, которые возникают при анестезиологическом обеспечении современных хирургических, патофизиологических, анестезиологических и других экспериментов. Это связано со значительными физиологическими особенностями животных различных видов и пород, возраста и пола, различиями в переносимости общей анестезии и чувствительности к анестезиологическим препаратам, особыми методическими приемами, аппаратурой и инструментарием, использование которых необходимо. Незнание или недоучет этих особенностей могут обусловить выраженные нарушения гомеостаза у животных, что в свою очередь затрудняет или делает невозможной правильную интерпретацию результатов исследований.

1. Оценка исходного состояния животного как объекта для общей анестезии

Отбор и подготовка животных к проведению эксперимента имеют важное значение. Выбор животных того или иного вида зависит прежде всего от задач, стоящих перед экспериментатором. Хирургические опыты, как правило, проводят на крупных животных (собаки, телята, обезьяны, свиньи), в то время как для изучения фармакологических препаратов более удобны мелкие лабораторные животные (мыши, крысы, морские свинки). Определенные ограничения в выборе животных возникают в связи с размерами, оснащенностью и санитарно-техническими условиями лабораторий. Принципиально возможно моделирование разнообразных патофизиологических состояний у животных разных видов вплоть до рептилий. Однако в настоящее время накоплен опыт, который позволяет осуществить наиболее адекватный целям эксперимента выбор доступных животных.

Так, на собаках наиболее целесообразно изучать влияние ингаляционных и неингаляционных анестетиков на гемодинамику большого и малого кругов, эффекты разнообразных фармакологических средств при общей анестезии, патофизиологию искусственного кровообращения, метаболизм миокарда и легких, различные варианты клинической смерти и оживления, ИВЛ и др. Собаки остаются наиболее часто изучаемыми лабораторными животными [Осипов В.П., 1976; Степанян Е.П. и др., 1978; Герасимов Н.М. и др., 1983; Гиммельфарб Г.Н., Пермяков Н.К. и др., 1983; Гиммельфарб Г.Н., 1984]. Однако при выборе собаки в качестве объекта эксперимента следует помнить, что беспородные собаки более выносливы в отличие от породистых, которые высокочувствительны к общим анестетикам и другим фармакологическим препаратам, плохо переносят хирургическую травму в условиях лабораторного содержания. Для сложных и длительных хирургических экспериментов более подходят молодые (2—5 лет) беспородные собаки.

На кошках и кроликах чаще всего изучают фармакологические эффекты анестетиков, анальгетиков и миорелаксантов, влияние их на центральную и периферическую нервную систему, изменения мозгового кровотока и метаболизма в условиях общей анестезии, закономерности восстановления мозговых структур при реанимации, анальгетические эффекты перидурально вводимых препаратов [Гиммельфарб Г.Н., 1984; Сачков В.И. и др., 1986; Aoki M. et al., 1986; Gibbin J. P. et al., 1986; Sheller M. et al., 1986].

Крысы и мыши являются удобной моделью для изучения аналгезирующих и нейролептических препаратов, токсических и тератогенных эффектов анестетиков, влияния последних на метаболизм мозга, печени и других органов [Vina J. et al., 1986; Wood M. et al., 1986]. Достаточно часто на мелких лабораторных животных моделируют также различные варианты клинической смерти и оживления организма [Пермяков Н.К. и др., 1983].

Подготовку экспериментальных животных к общей анестезии следует начинать с внешнего осмотра. При этом можно составить определенное представление о физическом состоянии животного, обнаружить дефекты, связанные с его содержанием. Внимание следует обращать на возраст и поведение животного, его упитанность и массу тела, состояние глаз, зубов, кожного покрова, шерсти, частоту и характер дыхания, интенсивность слюноотделения. Например, возраст собак можно ориентировочно определить по зубам, которые к 4—5 годам утрачивают белизну и начинают стираться. Кроме того, для молодых животных характерно горизонтальное направление роста шерсти на бедрах.

Тщательный осмотр помогает выявить признаки заболеваний, которые нередки у лабораторных животных. Многие животные страдают хроническими заболеваниями дыхательных путей и почек, специфическими инфекциями. Описаны даже случаи приобретенных пороков сердца [Holland A., 1973]. Для хронических экспериментов целесообразно отбирать животных, прошедших 10— 12-дневную обсервацию. В этом периоде они имеют возможность адаптироваться к условиям содержания в виварии, рациону питания. Их вакцинируют против чумы, вирусного гепатита, осуществляют некоторые лабораторные исследования (анализ крови). На протяжении всего времени обследования необходим постоянный контроль за общим состоянием животного с целью выявления возможных настораживающих изменений или признаков заболевания.

Физикальное обследование животных вызывает естественные затруднения у анестезиолога-клинициста. Вместе с тем при составлении плана анестезиологического пособия экспериментальным животным необходимо знать особенности системы внешнего дыхания и кровообращения особей различных видов. Такие знания не только помогают выявить животных с каким-либо заболеванием, но и оценивать адекватность общей анестезии.

При выборе объекта эксперимента и подготовке к анестезиологическому пособию и ИВЛ необходимо учитывать некоторые анатомо-физиологические особенности животных различных видов. Например, у собак очень тонкая плевра, поэтому при вскрытии в ходе эксперимента одной из плевральных полостей часто возникает двусторонний пневмоторакс [Гиммельфарб Г.Н., 1984].

Сложная анатомия дыхательных путей у кроликов затрудняем интубацию трахеи и ИВЛ, однако у них от грудины к перикарду идет мембранозная перегородка, которая дает возможность создать доступ к органам средостения без пневмоторакса [Holland A., 1973]. Кроме того, у животных этого вида отсутствует рвотный центр и не возникает соответствующая реакция па рвотные средства.

У жвачных животных сильно развиты бронхиальные железы, поэтому вещества, усиливающие их секрецию, следует использовать с особой осторожностью. Напротив, у свиней бронхиальные железы мало чувствительны к стимулирующим фармакологическим препаратам [Мозгов И. Е., 1979].

Истощенные животные значительно хуже переносят общие анестетики и другие лекарственные средства, поэтому если анестезиологическое пособие приходится оказывать плохо упитанному животному, дозы препаратов для премедикации и анестетиков должны быть снижены. Это относится и к утомленным животным. В связи с этим за 4—6 дней до эксперимента животное следует перевести на высококалорийное питание. Для повышения резистентности к инфекции в рацион собак целесообразно включать пищевые дрожжи (около 100 г в сутки) и рыбий жир (20 г). Перестают кормить животных за 15—18 ч до эксперимента.

Анестезиолог, проводящий пособие, должен дифференцированно подбирать дозы медикаментозных средств для особей разного возраста. Указанные в специальной литературе и настоящем руководстве дозы препаратов (см. ниже) используются, как правило, у половозрелых молодых животных. Старые животные значительно хуже переносят общую анестезию, особенно с использованием мощных ингаляционных анестетиков, например фторотана. У старых собак, особенно породистых, комбинированную анестезию рекомендуется проводить ингаляционными и неингаляционными анестетиками в небольших дозах в сочетании с наркотическими анальгетиками. При этом удается снизить токсический эффект препаратов [Гиммельфарб Г.Н., 1984]. Определенные сложности могут возникнуть при работе с неполовозрелыми животными, которые чрезвычайно чувствительны к анестезиологическим средствам. В подобных ситуациях многое зависит от индивидуального опыта экспериментатора, умения подобрать минимальную эффективную дозу анестетика.

Для экспериментальных моделей в хирургии, анестезиологии и реаниматологии половые отличия не имеют существенного значения, поскольку особи разного пола практически одинаково реагируют на разнообразные медикаментозные средства. Однако у беременных животных симпатомиметики и вещества, вызывающие увеличение притока крови к сосудам тазовой области, могут обусловить аборт.

Наконец, не следует забывать об изменениях эмоционального состояния животных при переводе из вивария в непривычную обстановку операционной, в ответ на подготовительные манипуляции (привязывание, подключение датчиков, венепункция и т.д.). Нежелательные реакции эффективно предотвращает адекватная премедикация. Однако в ряде случаев эксперимент необходимо проводить без премедикации. Избежать гемодинамических и метаболических сдвигов у подопытных животных можно, осуществляя предварительную тренировку в условиях операционной на протяжении 2 нед [Гиммельфарб Г.Н., 1984].

2. Фармакологические средства, применяемые для общей анестезий у экспериментальных животных

Для проведения анестезиологического пособия экспериментальным животным в настоящее время используют широкий набор лекарственных средств, традиционных для клинической анестезиологии. С практической точки зрения наиболее важны сведения об оптимальных дозах препаратов для премедикации, вводной и основной анестезии у определенного вида животных.

Атропин широко используют для премедикации. В целом действие атропина на животных аналогично его эффекту у человека. Он угнетает саливацию и секрецию носоглоточной слизи, расширяет бронхиолы, дает положительный хронотропный эффект, быстро всасывается при подкожном введении, оказывает достаточно широкое терапевтическое действие. Мелкие млекопитающие менее чувствительны к атропину, чем крупные животные и человек

Морфин в экспериментальной анестезиологии используют для премедикации. У большинства животных он вызывает эйфорию, дает седативный эффект. Анальгетические свойства морфина различны у животных разных видов [Мозгов И.Е., 1979]. Препарат легко всасывается из подкожной жировой клетчатки. Возможно внутримышечное введение его. У некоторых животных действие морфина имеет специфические особенности. Так, у кошек легко возникает передозировка, сопровождающаяся картиной «маниакального возбуждения»: обостряются зрение, слух, осязание, затем возникает беспокойство, возрастают подвижность и агрессивность. Вслед за этим чувствительность снижается, развиваются судороги, которые являются предвестниками гибели животного.

У собак морфин наряду со снижением болевой чувствительности вызывает усиление саливации, рвоту и дефекацию, что обусловливает целесообразность его введения за 30—40 мин до предстоящей анестезии. Таким образом, с одной стороны, морфин обеспечивает быстрое и хорошо контролируемое опорожнение желудка и кишечника, что страхует от рвоты и регургитации при вводной анестезии. С другой стороны, препарат может вызвать быстрое обезвоживание, метаболический ацидоз и депрессию дыхания. Отрицательные свойства морфина можно несколько ослабить сочетанным применением атропина. Тем не менее использование морфина в экспериментальной анестезиологии, особенно в качестве компонента для поддержания общей анестезии, следует ограничивать [Гиммельфарб Г.Н., 1984]. В качестве антагониста при передозировке морфина используют налорфин или аналогичные препараты.

Промедол можно включать в схему премедикации кошек и собак вместо морфина. Препарат менее токсичен, в меньшей степени угнетает дыхание, однако обладает более слабыми анальгетическими свойствами. Может вводиться подкожно, внутримышечно и внутривенно.

Достаточно широкое распространение в современной экспериментальной анестезиологии получил метод нейролептаналгезии, препараты для которой могут использоваться как в качестве премедикации, так и для поддержания общей анестезии у различных животных. Как правило, фентанил и дропе-ридол вводят одновременно. У крупных животных, если планируется ИВЛ, осуществляют внутривенное введение. У мелких животных препараты для нейролептаналгезии можно применять внутриперитонеально с сохранением спонтанного дыхания. Показано, что использование для премедикации у собак с массой тела от 18 до 25 кг фентанила в количестве 6—8 мл 0,05% раствора и дроперидола в количестве 8—10 мл 0,25% раствора обеспечивает выраженный седативный эффект без существенных нарушений дыхания и кровообращения, но аналгезия при этом выражена умеренно [Гиммельфарб Г.Н., 1984]. Введение фентанила без дроперидола вызывает у собак нежелательные изменения гемодинамики малого круга.

Аминазин у животных дает нейролептический эффект (расслабление скелетной мускулатуры, снижение реакций на внешние раздражения, болевой и тактильной чувствительности, сон). Однако, как и у человека, у большинства экспериментальных животных после введения аминазина развиваются тахикардия и артериальная гипотония. Препарат используют для премедикации у различных животных — кошек, собак, свиней, травоядных, причем последние наиболее чувствительны к нему. Седативный эффект аминазина усиливается при комбинировании с антигистаминными препаратами. Однако отрицательное влияние на гемодинамику ограничивает использование аминазина, особенно у ослабленных, истощенных и старых животных.

Диазепам в последние годы нашел применение как для премедикации, так и для вводной анестезии у собак. Внутривенное введение 5—10 мг препарата сопровождается снижением артериального давления (не более 15% от исходного) при практически неизмененных частоте сердечных сокращений, минутном и ударном объемах сердца [Бунятян А.А. и др., 1983]. В ряде случаев после внутривенного введения диазепама можно произвести интубацию трахеи без дополнительного введения барбитуратов и миорелаксантов [Гиммельфарб Г Н 1984].

В экспериментальной анестезиологии для индукции в анестезию различных животных широко используют производные барбитуровой кислоты. Достоинства и недостатки этих препаратов, выявленные при клинических исследованиях, характерны и при использовании в эксперименте.

Этаминал-натрий (пентобарбитал) используют как у мелких животных (внутримышечно, интраперитонеально, внутрибрюшинно), так и у крупных (как правило, внутривенно). У собак обычно используют 6,5—7% раствор пен-тобарбитала. В качестве растворителя применяют смесь изотонического раствора натрия хлорида (стабилизатор) и пропиленгликоля в количестве '/ю объема изотонического раствора натрия хлорида. Такая методика дает возможность приготовить заранее большое количество раствора и хранить его в холодильнике. Внутривенно раствор вводят медленно. Животное засыпает через 1—2 мин. Анестезия продолжается длительное время. В редких случаях требуется повторное введение препарата (5—10 мг/кг). Полное пробуждение наступает через 24—26 ч. При пробуждении бывает рвота.

Фенобарбитал используют в ряде случаев для обезболивания мелких животных. Препарат вводят в виде раствора интраперитонеально в дозе 45— 50 мг/кг или внутривенно в дозе 30—35 мг/кг. Длительность анестезии может достигать 8 ч.